Влияние малых интерферирующих РНК, синтезированных in vitro, на рост и споруляцию патогенного гриба Stagonospora nodorum
22.04.2024
Авторы:
Название:
Влияние малых интерферирующих РНК, синтезированных in vitro, на рост и споруляцию патогенного гриба Stagonospora nodorum
Страницы:
48-55
В последнее время для защиты сельскохозяйственных культур в некоторых странах используются несколько механизмов профилактики заболеваний на основе РНК-интерференции с использованием малых РНК. Растения выделяют малые РНК, которые прямо или косвенно ингибируют вирулентность возбудителей заболеваний, которая определяется эффекторами. В данной работе было изучено влияние трех пшеничных микроРНК (miR159, miR166 и miR408), синтезированных in vitro на рост и споруляцию патогенного гриба Stagonospora nodorum, а также на экспрессию генов некротрофных эффекторов (НЭ) S. nodorum SnToxA и SnTox3 и грибных транскрипционных факторов (ТФ) Pf2, StuA, Con7, регулирующих транскрипцию генов НЭ. Было показано, что внесение микроРНК в различных концентрациях в среду культивирования грибов влияло на рост колоний и споруляцию патогена. Наибольшее влияние на эти показатели оказала miR166. С помощью геноспецифичных праймеров был проведен ПЦР-анализ, который показал, что влияние микроРНК на экспрессию генов, кодирующих НЭ и ТФ патогенного гриба S. nodorum зависело от вида и концентрации микроРНК в среде. Так, оцРНК408 в концентрации 0.5 нг/мкл снижала экспрессию всех изученных генов НЭ и ТФ на 7 сутки культивирования. Дальнейшие всесторонние исследования механизмов межвидовой регуляции с помощью миРНК могут помочь в разработке новых пестицидов в современном сельском хозяйстве.
- Ding T., Li W., Li F., Ren M., Wang W. microRNAs: Key Regulators in plant responses to abiotic and biotic stresses via endogenous and cross-kingdom mechanisms // Int. J. Mol. Sci. 2024. V. 25. P. 1154. doi:10.3390/ijms25021154 2. Dubrovina A.S., Aleynova O.A., Suprun A.R., Ogneva Z.V., Kiselev K.V. Transgene suppression in plants by foliar application of in vitro-synthesized small interfering RNAs // Applied Microbiology and Biotechnology. 2020. V. 104. P. 2125–2135. doi:10.1007/s00253-020-10355-y 3. Dubrovina A.S., Kiselev K.V. Exogenous RNAs for gene regulation and plant resistance // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 2282. doi:10.3390/ijms20092282 4. Peters Haugrud A.R., Zhang Z., Friesen T.L., Faris J.D. Genetics of resistance to Septoria nodorum blotch in wheat // Theoretical and Applied Genetics. 2022. V. 135. V. 3685–3707. doi:10.1007/s00122-022-04036-9 5. Huang C.Y., Wang H., Hu P., Hamby R., Jin H. Small RNAs - Big players in plant-microbe interactions // Cell Host Microbe. 2019. V. 26. P. 173–182. doi:10.1016/j.chom.2019.07.021 6. Jiao J., Peng D. Wheat microRNA1023 suppresses invasion of Fusarium graminearum via targeting and silencing FGSG_03101 // J. Plant Interact. 2018. V. 13. P. 514–521. doi:10.1080/17429145.2018.1528512 7. Jiang C.H., Li Z.J., Zheng L.Y., Yu Y.Y., Niu D.D. Small RNAs: Efficient and miraculous effectors that play key roles in plant-microbe interactions // Molecular Plant Pathology. 2023. V. 24. P. 999–1013. doi:10.1111/mpp.13329 8. Kettles G.J., Hofinger B.J., Hu P., Bayon C., Rudd J.J., Balmer D., Courbot M., Hammond-Kosack K.E., Scalliet G. Kanyuka K. sRNA profiling combined with gene function analysis reveals a lack of evidence for cross-kingdom RNAi in the wheat – Zymoseptoria tritici pathosystem // Front. Plant Sci. 2019. V. 10. P. 892. doi:10.3389/fpls.2019.00892 9. Koch A., Kumar N., Weber L., Keller H., Imani J., Kogel K.-H. Host-induced gene silencing of cytochrome P450 lanosterol C14α-demethylase-encoding genes confers strong resistance to Fusarium species // Proc Natl Acad Sci USA. 2013. V.110. P. 19324–19329. doi:10.1073/pnas.1306373110 10. Mahanty B., Mishra R., Joshi R.K. Cross-kingdom small RNA communication between plants and fungal phytopathogens-recent updates and prospects for future agriculture // RNA BIOLOGY. 2023. V. 20(1). P. 109–119. doi:10.1080/15476286.2023.2195731 11. Meng X., Jin W., Wu F. Novel tomato miRNA miR1001 initiates cross-species regulation to suppress the conidiospore germination and infection virulence of Botrytis cinerea in vitro // Gene. 2020. V. 759. P. 145002. doi:10.1016/j.gene.2020.145002 12. Nuzhnaya T., Veselova S., Burkhanova G., Rumyantsev S., Shoeva O., Shein M., Maksimov I. Novel sources of resistance to Stagonosporanodorum and role of effector-susceptibility gene interactions in wheat of russian breeding // Int. J. Plant Biol. 2023a. V. 14. P. 377–396. doi:10.3390/ijpb14020031 13. Nuzhnaya T., Veselova S., Burkhanova G., Maksimov I. Virulence factors of the fungal pathogen Stagonosporanodorum manipulate hormonal signaling pathways in Triticum aestivum L. by regulating host plant microRNA expressions // Front. Biosci. (Elite Ed) 2023b. V. 15(4). P. 22. doi:10.31083/j.fbe1504022 14. Song X.-S., Gu K.-X., Duan X.-X., Xiao X.-M., Hou Y.-P., Duan Y.-B., Wang J.-X., Yu N, Zhou M.-G. Secondary amplification of siRNA machinery limits the application of spray-induced gene silencing // Mol Plant Pathol. 2018. V.19(12). P.2543–2560. doi:10.1111/mpp.12728 15. Tan K-C., Oliver R.P. Regulation of proteinaceous effector expression in phytopathogenic fungi // PLoS Pathog. 2017. V. 13(4). e1006241. doi:10.1371/journal.ppat.1006241 16. Yang X., Zhang L., Yang Y., Schmid M., Wang Y. miRNA Mediated regulation and interaction between plants and pathogens // International Journal of Molecular Sciences. 2021. V. 22. P. 2913. doi:10.3390/ijms22062913 17. Zhang T., Zhao Y.-L., Zhao J.-H., Wang S., Jin Y., Chen Z.-Q., Fang Y.-Y., Hua C.-L., Ding S.-W., Guo H.-S. Cotton plants export microRNAs to inhibit virulence gene expression in a fungal pathogen // Nat Plants. 2016. V. 2 (10). doi:10.1038/nplants.2016.153