Biomics

Исследованы особенности экспрессии репортерного гена uidA под управлением тканеспецифичных промоторов генов apetala3 (ap3) и rpt2a Arabidopsis thaliana L. в трансгенной каллусной культуре Nicotiana tabacum. Исходным материалом для получения каллусной культуры были ранее созданные моноинсерционные гомозиготные (Т₂) трансгенные растения табака, полученные методом агробактериальной трансформации. Каллусные культуры получены из двух типов эксплантов (стебель, лист) и культивировались на трех культуральных средах, отличающихся между собой соотношением и количеством растительных гормонов ауксины (НУК) и цитокинина (кинетин). В исследованных каллусных линиях выявлена вариабельность как по ферментативной активности β-глюкуронидазы, так и по накоплению мРНК. Достоверно значимых различий в экспрессии гена uidA между разными средами для каждого типа экспланта и между типами экспланта выявлено не было, что позволяет предположить нечувствительность данных промоторов к изменениям в гормональном составе питательных сред. Уровень экспрессии гена uidA под управлением тканеспецифичных промоторов генов ap3 и rpt2a A.thaliana в каллусных линиях был ниже уровня экспрессии гена uidA под управлением 35S промотора ВМЦК в контрольной каллусной линии. Уровень накопления транскрипта репортерного гена uidA не коррелирировал с уровнем ферментативной активности β-глюкуронидазы. Гистохимический анализ трансгенных каллусов выявил, что во всех линиях с различной частотой присутствуют различные варианты окраски (полностью окрашенные каллусы, мозаично окрашенные и совсем не окрашенные), что говорит об эпигенетических изменениях, связанных с потерей экспрессии репортерного гена в условиях in vitro. В целом результаты анализа показали, что промоторы генов ap3 и rpt2a A. thaliana активны в каллусной культуре табака и могут быть эффективны в качестве регуляторных элементов в составе синтетических промоторов.

промотор гена ap3 Arabidopsis thaliana, промотор гена rpt2a Arabidopsis thaliana, каллус, экспрессия гена, Nicotiana tabacum

1. Новоселя Т.В., Дейнеко Е.В. Моделирование нестабильной экспрессии гена npt II у трансгенных растений табака // Физиология растений. Т.49(3). С. 437-443.
2. Сидорчук Ю.В., Маренкова Т.В., Кузнецов В.В., Герасименко И. М., Шелудько Ю. В., Дейнеко Е.В. Особенности экспрессии гена uidA под управлением тканеспецифичных промоторов генов ap3 и rpt2a Arabidopsis thaliana в трансгенных растениях Nicotiana tabacum // Физиология растений. 2021. V.68(5). C.           489–500.              doi:https://doi.org/10.31857/S0015330321040175
3. Зверева С.Д., Романов Г.А. Репортерные гены для генетической инженерии растений: характеристика и методы тестирования // Физиология растений. 2000. Т. 47(3). С. 479-488.
4. Amack SC, Antunes M.S. CaMV35S promoter – a plant biology and biotechnology workhorse in the era of synthetic biology // Current Plant Biology. V.24. P.100179. doi: https://doi.org/10.1016/j.cpb.2020.100179
5. Chandran H, Meena M, Barupal T, Sharma K. Plant tissue culture as a perpetual source for production of industrially important bioactive compounds // Biotechnol Rep (Amst). V.26. e00450. doi: https://doi.org/10.1016/j.btre.2020.e00450
6. Dong OX, Yu S, Jain R, Zhang N, Duong PQ, Butler C, Li Y, Lipzen A, Martin JA, Barry KW, Schmutz J, Tian L, Ronald PC. Marker-free carotenoid-enriched rice generated through targeted gene insertion using CRISPR-Cas9 // Nat Commun. V.11(1). P.1178. doi: https://doi.org/10.1038/s41467-020-14981-y
7. Efferth T. Biotechnology applications of plant callus cultures // Engineering. V.5(1). P.50-59. doi: https://doi.org/10.1016/j.eng.2018.11.006
8. Halfhill MD, Millwood RJ, Rufty TW, Weissinger AK, Stewart CN Jr. Spatial and temporal patterns of green fluorescent protein (GFP) fluorescence during leaf canopy development in transgenic oilseed rape, Brassica napus // Plant Cell Rep. 2003. V.22(5). P.338-343. doi: https://doi.org/10.1007/s00299-003-0696-4
9. He Y, Zhang T, Sun H, Zhan H, Zhao Y. A reporter for noninvasively monitoring gene expression and plant transformation // Hortic Res. 2020. 7(1). P.152. doi: https://doi.org/10.1038/s41438-020-00390-1
10. Hill TA, Day CD, Zondlo SC, Thackeray AG, Irish Discrete spatial and temporal cis-acting elements regulate transcription of the Arabidopsis floral homeotic gene APETALA3 // Development. 1998. V.125(9). P.1711- 1721. doi: https://doi.org/10.1242/dev.125.9.1711
11. Huttly A. Reporter genes // Methods Mol Biol. 2009. V.478. P.39-69. doi: https://doi.org/1007/978-1-59745-379-0_3
12. Jores T, Tonnies J, Wrightsman T, Buckler ES, Cuperus JT, Fields S, Queitsch C. Synthetic promoter designs enabled by a comprehensive analysis of plant core promoters // Nat Plants. V.7(6). P.842-855. doi: https://doi.org/10.1038/s41477-021-00932-y
13. Kaur N, Alok A, Shivani, Kumar P, Kaur N, Awasthi P, Chaturvedi S, Pandey P, Pandey A, Pandey AK, Tiwari S. CRISPR/Cas9 directed editing of lycopene epsilon-cyclase modulates metabolic flux for β-carotene biosynthesis in banana fruit // Metab Eng. 2020. 59. P.76-86. doi: https://doi.org/10.1016/j.ymben.2020.01.008
14. Kowalczyk T, Merecz-Sadowska A, Picot L, Brčić Karačonji I, Wieczfinska J, Śliwiński T, Sitarek P. Genetic manipulation and bioreactor culture of plants as a tool for industry and its applications // Molecules. V.27(3). P.795. doi: https://doi.org/10.3390/molecules27030795
15. Lee J, Lee SK, Park JS, Lee KR. Plant-made pharmaceuticals: exploring studies for the production of recombinant protein in plants and assessing challenges ahead // Plant Biotechnol Rep. 2023. V.17(1). P.53-65. doi: https://doi.org/1007/s11816-023-00821-0
16. Mock HP, Martin C, Matros A. Colour bio- factories: Towards scale-up production of anthocyanins in plant cell cultures // Metab Eng. 2018. V.48. P.218-232. doi: https://doi.org/1016/j.ymben.2018.06.004
17. Nazarian-Firouzabadi F, Torres MT, de la Fuente-Nunez C. Recombinant production of antimicrobial peptides in plants // Biotechnol Adv. 2023. P.108296.doi: https://doi.org/1016/j.biotechadv.2023.108296
18. Nocarova E, Fischer L. Cloning of transgenic tobacco BY-2 cells; an efficient method to analyse and reduce high natural heterogeneity of transgene expression // BMC Plant Biol. 2009. V.9. P.44. doi: https://doi.org/10.1186/1471- 2229-9-44
19. Rudenko NN; Vetoshkina DV; Marenkova TV; Borisova-Mubarakshina MM Antioxidants of non- enzymatic nature: their function in higher plant cells and the ways of boosting their biosynthesis // Antioxidants. 2023. V.12. P. doi: https://doi.org/10.3390/antiox12112014
20. Santamaria M, Thomson CJ, Read ND, Loake The promoter of a basic PR1-like gene, AtPRB1, from Arabidopsis establishes an organ-specific expression pattern and responsiveness to ethylene and methyl jasmonate // Plant Mol Biol. 2001. V.47(5). P.641-652. doi: https://doi.org/10.1023/a:1012410009930
21. Shakhova ES, Markina NM, Mitiouchkina T, Bugaeva EN, Karataeva TA, Palkina KA, Fakhranurova LI, Yampolsky IV, Sarkisyan KS, Mishin AS. Systematic comparison of plant promoters in Nicotiana expression systems. // Int J Mol Sci. 2022. V.23(23). P.15441. doi: https://doi.org/10.3390/ijms232315441
22. Stroud H, Ding B, Simon SA, Feng S, Bellizzi M, Pellegrini M, Wang GL, Meyers BC, Jacobsen SE. Plants regenerated from tissue culture contain stable epigenome changes in rice // ELife. 2013. 2:e00354. doi: https://doi.org/7554/eLife.00354
23. Tian C, Zhang Y, Li J, Wang Y. Benchmarking intrinsic promoters and terminators for plant synthetic biology research // Biodes Res. 2022. 2022:9834989. doi: https://doi.org/34133/2022/9834989
24. Ueda M, Matsui K, Ishiguro S, Kato T, Tabata S, Kobayashi M, Seki M, Shinozaki K, Okada K. Arabidopsis Rpt2a encoding the 26S proteasome subunit is required for various aspects of root meristem maintenance, and regulates gametogenesis redundantly with its homolog, RPT2b // Plant Cell Physiol. V.52(9). P.1628-1640. doi: https://doi.org/10.1093/pcp/pcr093
25. Ueda M, Matsui K, Ishiguro S, Sano R, Wada T, Paponov I, Palme K, Okada K. The HALTED ROOT gene encoding the 26S proteasome subunit Rpt2a is essential for the maintenance of Arabidopsis meristems // Development. V.131(9). P.2101-2111. doi: https://doi.org/10.1242/dev.01096
26. Vaucheret H. Epigenetic management of self and non-self: lessons from 40 years of transgenic plants // C R Biol. 2023. 345(4). P.149-174. doi: https://doi.org/10.5802/crbiol.96
27. Villao-Uzho L, Chávez-Navarrete T, Pacheco- Coello R, Sánchez-Timm E, Santos-Ordóñez E. Plant promoters: their identification, characterization, and role in gene regulation // Genes (Basel). V.14(6). P.1226. doi: https://doi.org/10.3390/genes14061226
28. Zhao CM, Hou H, Xing MG, Xue RG. Identification of stigma specific expression fragment in the promoter of a soybean chitinase class I gene // Mol Biol (Mosk). V.57(1). P. 95–97. doi: https://doi.org/10.31857/S0026898423010172 (In Russian)