Влияние тяжелой воды на протекание полимеразной цепной реакции
26.07.2022
Авторы:
Название:
Влияние тяжелой воды на протекание полимеразной цепной реакции
Страницы:
52-58
Полимеразная цепная реакция (ПЦР) является основным и широко применяемым способом амплификации нуклеиновых кислот in vitro. Предложенная почти 40 лет назад, ПЦР получила с тех пор значительное развитие; были предложены не только различные варианты проведения этой реакции, но и существенные модификации метода. Однако несмотря на имеющиеся достижения, совершенствование ПЦР, обусловленное необходимостью решения новых сложных задач, продолжается до сих пор. Одним из способов повышения специфичности и чувствительности ПЦР является добавление в реакционные смеси низкомолекулярных соединений - так называемых ПЦР-энхансеров, среди которых наиболее популярным является диметилсульфоксид (ДМСО). В данной работе нами впервые описывается возможность использования в качестве ПЦР-энхансера дейтерированной (тяжелой) воды - D2O. На примере GC-богатых нуклеотидных последовательностей гена 28S рРНК богомола обыкновенного показано, что наибольший эффект данный агент оказывает при его содержании более 50% от объема ПЦР-смеси и при амплификации относительно протяженных GC-богатых нуклеотидных последовательностей.
- Гарафутдинов Р.Р., Галимова А.А., Сахабутдинова А.Р., Вахитов В.А., Чемерис А.В. ПЦР-амплификация ДНК с помощью праймеров "встык" // Мол. биол. 2015. Т. 49. № 4. С. 628-637. doi: 10.7868/S0026898415040059 2. Гарафутдинов Р.Р., Сахабутдинова А.Р., Чемерис А.В. Долговременное хранение молекул ДНК при комнатной температуре // Биомика. 2020. Т. 12. № 4. С. 552-563. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2020-49 3. Хасанова А.А., Киреева Д.Р., Гибадуллина Н.Н., Фазлетдинова З.Н., Сахабутдинова А.Р., Гарафутдинов Р.Р. Влияние производных ряда гексагидропиримидина, бис (1,2,3,4-тетрагидропиридина) и соли тетрагидропиримидиния на протекание полимеразной цепной реакции // Биомика. 2019. Т. 11. № 1. С. 14-22. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2019-03 4. Чемерис А.В., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Вахитов В.А. Как исключить появление ложно-позитивных результатов при проведении полимеразной цепной реакции? // Вестн. биотехнол. физ.-хим. биол. 2012. Т. 8. № 3. С. 34-45. 5. Чемерис А.В., Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Нагаев Н.Р., Вахитов В.А. Причины ложно-негативной ПЦР и недопущение некоторых из них // Биомика. 2012. Т. 4. № 1. С. 31-47. 6. Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Машков О.И., Гарафутдинов Р.Р., Чемерис А.В. ПЦР с отложенным (горячим или задержанным) стартом // Биомика. 2011. Т. 2. № 1. С. 1-8. 7. Behlke M.A., Berghof-Jäger K., Brown T., et al. Polymerase Chain Reaction: Theory and Technology, Caister Academic Press, 2019. 8. Bookstein R., Lai C.C., To H., Lee W.H. PCR-based detection of a polymorphic BamHI site in intron 1 of the human retinoblastoma (RB) gene // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 1666. doi:10.1093/nar/18.6.1666 9. Chakrabarti R., Schutt C.E. Novel sulfoxides facilitate GC-rich template amplification // Biotechniques. 2002. V. 32. P. 866-874. doi:org/10.2144/02324rr04 10. Chakrabarti R., Schutt C.E. The enhancement of PCR amplification by low molecular-weight sulfones // Gene. 2001. V. 274. P. 293-298. doi:10.1016/S0378-1119(01)00621-7 11. Chevet E., Lemaître G., Katinka M.D. Low concentrations of tetramethylammonium chloride increase yield and specificity of PCR // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3343-3344. doi:10.1093/nar/23.16.3343 12. Demeke T., Adams R.P. The effects of plant polysaccharides and buffer additives on PCR // Biotechniques. 1992. V. 12. P. 332-334. 13. Efimova Y.M., Haemers S., Wierczinski B., Norde W., van Well A.A. Stability of globular proteins in H2O and D2O // Biopolymers. 2007. V. 85(3). P. 264-273. doi:10.1002/bip.20645 14. Garafutdinov R.R., Galimova А.А., Sakhabutdinova А.R. Polymerase chain reaction with nearby primers // Anal. Biochem. 2017. V. 518. P. 126-133. doi:10.1016/j.ab.2016.11.017 15. Green M.R., Sambrook J. Polymerase Chain Reaction (PCR) Amplification of GC-Rich Templates, Cold Spring Harbour. Protoc. 2019. doi:10.1101/pdb.prot095141 16. Henke W., Herdel K., Jung K., Schnorr D., Loening S.A. Betaine improves the PCR amplification of GC-rich DNA sequences // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3957-3958. doi:10.1093/nar/25.19.3957 17. http://idtdna.com/ 18. https://ru.wikipedia.org/wiki/%D0%A2%D1%8F%D0%B6%D1%91%D0%BB%D0%B0%D1%8F_%D0%B2%D0%BE%D0%B4%D0%B0 19. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ 20. Korb J.P., Goddard Y., Pajski J., Diakova G., Bryant R.G. Extreme-values statistics and dynamics of water at protein interfaces // J. Phys. Chem. B. 2011. V. 115(44). P. 12845-12858. doi:10.1021/jp2053426 21. Kreader C.A. Relief of amplification inhibition in PCR with bovine serum albumin or T4 gene 32 protein // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 1102-1106. 22. Kurz M. Compatible solute influence on nucleic acids: many questions but few answers // Saline Syst. 2008. V. 4. 6. doi:10.1186/1746-1448-4-6 23. Larsson U. Polymerization and gelation of fibrinogen in D2O // Eur. J. Biochem. 1988. V. 174(1). P. 139-144. doi:10.1111/j.1432-1033.1988.tb14073.x 24. Makhatadze G.I., Clore G.M., Gronenborn A.M. Solvent isotope effect and protein stability // Nat. Struct. Biol. 1995. V. 2(10). P. 852-855. doi:10.1038/nsb1095-852 25. Meyer S., Schröter M.-A., Hahn M.B., Solomun T., Sturm H., Kunte H.J. Ectoine can enhance structural changes in DNA in vitro // Sci. Rep. 2017. V. 7. 7170. doi:10.1038/s41598-017-07441-z 26. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F., Mullis K.B., Horn G.T., Erlich H.A., Arnheim N., Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia // Science. 1985. V. 230. P. 1350-1354. doi:10.1126/science.2999980 27. Sakhabutdinova A.R., Chemeris A.V., Garafutdinov R.R. Enhancement of PCR efficiency using mono- and disaccharides // Anal. Biochem. 2020. V. 606. 113858. doi:10.1016/j.ab.2020.113858 28. Sarkar G., Kapelner S., Sommer S.S. Formamide can dramatically improve the specificity of PCR // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 7465. doi:10.1093/nar/18.24.7465 29. Spiess A.N., Mueller N., Ivell R. Trehalose is a potent PCR enhancer: lowering of DNA melting temperature and thermal stabilization of taq polymerase by the disaccharide trehalose // Clin. Chem. 2004. V. 50. P. 1256-1259. doi:10.1373/clinchem.2004.031336 30. Turner S.L., Jenkins F.J. Use of deoxyinosine in PCR to improve amplification of GC-rich DNA // Biotechniques. 1995. V. 19. P. 48-52. 31. Wilson I.G. Inhibition and Facilitation of Nucleic Acid Amplification // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 3741-3751. 32. Zhang Z., Yang X., Meng L., Liu F., Shen C., Yang W. Enhanced amplification of GC-rich DNA with two organic reagents // Biotechniques. 2009. V. 47. P. 775-779. doi:10.2144/000113203