Biomics

Представлены основные проблемы, возникающие в процессе диагностики новой коронавирусной инфекции при использовании ПЦР в реальном времени с обратной транскрипцией (ОТ‑ПЦР). Основной акцент сделан на анализе причин как истинных ложноотрицательных результатов диагностики, так и «ложноотрицательных» результатов, обусловленных издержками преаналитической стадии и/или неверной интерпретацией получаемых данных. Приведены оценки вирусной нагрузки у человека и высказаны предположения относительно ожидаемого количества вирусных частиц в исследуемых рото- и носоглоточных образцах. Дана сравнительная характеристика и оценка аналитической чувствительности разрешенных к применению в Российской Федерации диагностических тест-систем для выявления SARS-CoV-2, основанных на ОТ-ПЦР. Обсуждаются различные технологические подходы к конструированию тест-систем для снижения вероятности ложноотрицательных реакций, в частности, основывающиеся на одновременной детекции нескольких геномных мишеней коронавируса, применении зондов с одинаковыми флуорохромами для усиления сигнала и исключении ложноотрицательных результатов, связанных с мутациями в сайтах отжига праймеров и гибридизационных зондов.

коронавирус, SARS-CoV-2, РНК, COVID-19, диагностика, ОТ-ПЦР в реальном времени, цифровая ПЦР, ложноотрицательный результат, носоглоточный мазок

1. Баймиев Ан.Х., Баймиев Ал.Х., Кулуев Б.Р., Швец К.Ю., Ямиданов Р.С., Матниязов Р.Т., Чемерис Д.А., Зубов В.В., Алексеев Я.И., Мавзютов А.Р., Иваненков Я.А., Чемерис А.В. Современные подходы к дифференциации живых и мертвых микроорганизмов путем избирательной амплификации их нуклеиновых кислот // Микробиология. Т.89(1). С. 17-33. DOI: 10.31857/S0026365620010036
2. Гарафутдинов Р.Р., Мавзютов а.Р., Алексеев Я.И., Воробьев А.А., Никоноров Ю.М., Чубукова О.В., Матниязов Р.Т., Баймиев ан.Х., Максимов И.В., Кулуев Б.Р., Баймиев ал.Х., Чемерис а.В. Бетакоронавирусы человека и их высокочувствительная детекция с помощью ПЦР и прочих методов амплификации // Биомика. Т.12(1). С. 121-179. DOI:10.31301/2221-6197.bmcs.2020-7
3. Гарафутдинов Р.Р., Мавзютов а.Р., Никоноров Ю.М., Чубукова О.В., Матниязов Р.Т., Баймиеван.Х., Максимов И.В., Мифтахов И.Ю., Халикова Е.Ю., Кулуев Б.Р., Баймиев ал.Х., Чемерис а.В. Бетакоронавирус SARS-CoV-2, его геном, разнообразие генотипов и молекулярно-биологические меры борьбы с ним // Биомика. 2020. Т.12(2). С. 242-271. DOI: 31301/2221-6197.bmcs.2020-15
4. Момыналиев К.Т., Иванов И.В. О природе ложноотрицательных результатов при выявлении коронавируса SARS-CoV-2 методами амплификации нуклеиновых кислот // Вестник Росздравнадзора. 2020. N.2. C.11-19. DOI: 10.35576/2070-7940-2020-2-11-19
5. Чемерис А.В., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Вахитов В.А. Как исключить появление ложно-позитивных результатов при проведении полимеразной цепной реакции // Вестник биотехнологии и физико-химической биологии. 2012. Т. 8. С. 34-45.
6. Чемерис А.В., Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Нагаев Н.Р., Вахитов В.А. Причины ложно-негативной ПЦР и недопущение некоторых из них // Биомика. 2012. Т. 4. № 1. С. 31-47.
7. Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Машков О.И., Гарафутдинов Р.Р., Чемерис А.В. ПЦР с отложенным (горячим или задержанным) стартом // Биомика. 2011. Т. 2. № 1. С. 1-8.
8. Abe T., Ikeda T., Tokuda Y., Ito J., Suzuki Y., Narahara C, Iriyama H., Sato K. A patient infected with SARS-CoV-2 over 100 days // QJM. 2020. doi: 10.1093/qjmed/hcaa296
9. Alcoba-Florez J., González-Montelongo R., Íñigo-Campos A., de Artola D.G., Gil-Campesino H., The Microbiology Technical Support Team, Ciuffreda L., Valenzuela-Fernández A, Flores C. Fast SARS-CoV-2 detection by RT-qPCR in preheated nasopharyngeal swab samples // Int. J. Infect. Dis. 2020. V. 97. P. 66-68. doi: 10.1016/j.ijid.2020.05.099
10. Alteri C., Cento V., Antonello M., Colagrossi L., Merli M., Ughi N., Renica S., Matarazzo E., Di Ruscio F., Tartaglione L., Colombo J., Grimaldi C., Carta S., Nava A., Costabile V., Baiguera C., Campisi D.., Fanti D, Vismara C., Fumagalli R., Scaglione F., Epis O.M., Puoti M., Perno C.F. Detection and quantification of SARS-CoV-2 by droplet digital PCR in real-time PCR negative nasopharyngeal swabs from suspected COVID-19 patients // PLoS One. 2020. V. 15(9):e0236311. doi: 10.1371/journal.pone.0236311
11. Arora R., Goel R., Kumar S., Chhabra M., Saxena S., Manchanda V., Pumma P. Evaluation of SARS-CoV-2 in Tears of Patients with Moderate to Severe COVID-19 // Ophthalmology. S0161-6420(20)30847-2. doi: 10.1016/j.ophtha.2020.08.029
12. Artesi M., Bontems S., Göbbels P, Franckh M., Maes P., Boreux R., Meex C., Melin P., Hayette M.P., Bours V., Durkin K. A Recurrent Mutation at Position 26340 of SARS-CoV-2 Is Associated with Failure of the E Gene Quantitative Reverse Transcription-PCR Utilized in a Commercial Dual-Target Diagnostic Assay // J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(10):e01598-20. doi: 10.1128/JCM.01598-20
13. Baldacci S., Giannico O.V., Giorgino A., Buccoliero G.B., Desiante F., Fragnelli G.R., Rizzi R., Loconsole D., Centrone F., Chironna M., Conversano M. 63 days detection of SARS-CoV-2 RNA from a recovered patient in Southern Italy: A Case Report // Ann. Ig. 2020. V. 32(5). P. 590-592. doi: 10.7416/ai.2020.2378
14. Barra G.B., Santa Rita T.H., Mesquita P.G., Jácomo R.H., Nery L.F.A. Analytical Sensitivity and Specificity of Two RT-qPCR Protocols for SARS-CoV-2 Detection Performed in an Automated Workflow // Genes. (Basel). 2020. V. 11(10):1183. doi: 10.3390/genes11101183
15. Becker M. G., Taylor T., Kiazy, S., Cabiles D. R., Meyers A. F., Sandstrom P. A. Recommendations for sample pooling on the Cepheid GeneXpert® system using the Cepheid Xpert® Xpress SARS-CoV-2 assay // PLoS One. 2020. 15 (11):e0241959. doi.org/10.1371/journal.pone.0241959
16. Bruijns B. B., M., Gardeniers H. The Extraction and Recovery Efficiency of Pure DNA for Different Types of Swabs //J. Forensic Sci. 2018. V. 63 (5). P. 1492-1499. doi.org/10.1111/1556-4029.13837
17. Butler J.M. Fundamentals of forensic DNA typing // Amsterdam, Academic Press/Elsevier. 500 P.
18. Chan R.W.Y., Chan K.C., Chan K.Y.Y., Lui G.C.Y., Tsun J.G.S., Wong R.Y.K., Yu M.W.L., Wang M.H.T., Chan P.K.S., Lam H.S., Li A.M. SARS-CoV-2 detection by nasal strips: a superior tool for surveillance of pediatric population // J. Infect. 2020. S0163-4453(20)30704-0. doi: 10.1016/j.jinf.2020.11.009
19. Dust K., Hedley A., Nichol, K., Stein D., Adam  H., Karlowsky J. A., Bullard J., Van Caeseele P., Alexander D. C. Comparison of commercial assays and laboratory developed tests for detection of SARS-CoV-2 // J. Virol. Methods. 2020. V. 285. 113970. doi:10.1016/j.jviromet.2020.113970
20. Freire-Paspuel B., Garcia-Bereguiain M. A. Analytical sensitivity and clinical performance of a triplex RT-qPCR assay using CDC N1, N2, and RP targets for SARS-CoV-2 diagnosis // Int. J. Infect. 2020. V. 102. P 14-16. doi: org/10.1016/j.ijid.2020.10.047
21. Fukumoto, T., Iwasaki, S., Fujisawa, S., Hayasaka, K., Sato, K., Oguri, S., TakiK., NakakuboS., KamadaK., YamashitaY., KonnoS., NishidaM., SugitaJ., TeshimaT. Efficacy of a novel SARS-CoV-2 detection kit without RNA extraction and purification // Int. J. Infect. 2020. V. 98. P. 16-17. doi.org/10.1016/j.ijid.2020.06.074
22. Garg A., Ghosha U., Patel S. S., Singh D. V., Arya A. K., Vasanth S., Pandey A., Srivastava N.. Evaluation of seven commercial RT‐PCR kits for COVID‐19 testing in pooled clinical specimens // J. Med. Virol. 2020. doi: 10.1002/jmv.26691
23. Haddar C., Verhoeven P. O., Bourlet T., Pozzetto B., Pillet, S. Brief comparative evaluation of six open one-step RT-qPCR mastermixes for the detection of SARS-CoV-2 RNA using a Taqman probe // J. Clin. Virol. 2020. 132. P. 104636. 10.1016/j.jcv.2020.104636
24. Iwasaki S., Fujisawa S., Nakakubo S., Kamada K., Yamashita Y., Fukumoto T., Sato K., Oguri S., Taki K., Senjo H., Sugita J., Hayasaka K., Konno S., Nishida M., Teshima T.J Comparison of SARS-CoV-2 detection in nasopharyngeal swab and saliva // Journal of Infection. 2020. V. 81(2):e145-e147. doi: 10.1016/j.jinf.2020.05.071
25. Jacot D., Greub G., Jaton K., Opota O. Viral load of SARS-CoV-2 across patients and compared to other respiratory viruses // Microbes Infect. V. 22 (10). P. 617-621.doi.org/10.1016/j.micinf.2020.08.004
26. Jain A., Rophina M., Mahajan S., Krishnan B.B., Sharma M., Mandal S., Fernandez T., Sultanji S., Jolly B., Mathew .S, Sivasubbu S., Scaria V. Analysis of the potential impact of genomic variants in global SARS-CoV-2 genomes on molecular diagnostic assays // Int. J. Infect. Dis. 2020. V. 102. P. 460-462. doi: 10.1016/j.ijid.2020.10.086
27. Kandel C., Zheng J., McCready J., Serbanescu M.A., Racher H., Desaulnier M., Powis J.E., Vojdani K., Finlay L., Sheldrake E., Vermeiren C., Katz K, McGeer A, Kozak R, Goneau LW. Detection of SARS-CoV-2 from Saliva as Compared to Nasopharyngeal Swabs in Outpatients // Viruses. V. 12(11):1314. doi: 10.3390/v12111314
28. Kandetu T.B., Dziuban E.J., Sikuvi K., Beard R.S., Nghihepa R., van Rooyen G., Shiningavamwe A., Katjitae I. Persistence of positive RT-PCR results for over 70 days in two travelers with COVID-19 // Disaster Med Public Health Prep. 2020. 1-7. doi: 10.1017/dmp.2020.450
29. Kim S.M., Hwang Y.J., Kwak Y. Prolonged SARS-CoV-2 detection and reversed RT-PCR results in mild or asymptomatic patients // Infect. Dis. (Lond). 2020. doi: 10.1080/23744235.2020.1820076
30. Kim S.Y., Lee J., Sung H., Lee H., Han M.G., Yoo C.K., Lee S.W., Hong K. H. Pooling Upper Respiratory Specimens for Rapid Mass Screening of COVID-19 by Real-Time RT-PCR // Emerg. Infect. Dis. 2020a. V. 26 (10). P. 2469-2472. doi: 10.3201/eid2610.201955
31. Kuchinski K.S., Jassem A.N., Prystajecky N.A. Assessing oligonucleotide designs from early lab developed PCR diagnostic tests for SARS-CoV-2 using the PCR_strainer pipeline // J. Clin. 2020. V. 131:104581. doi: 10.1016/j.jcv.2020.104581
32. Kucirka L.M., Lauer S.A., Laeyendecker O., Boon D., Lessler J. Variation in False-Negative Rate of Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction-Based SARS-CoV-2 Tests by Time Since Exposure // Ann. Intern. Med. 2020. V. 173(4). P. 262-267. doi: 10.7326/M20-1495
33. Kudo E., Israelow B., Vogels C. B., Lu P., Wylli A. L., Tokuyama M., Venkataraman A., Brackney D.E., Ott I.M., Petrone M.E., Earnest R., Lapidus S., Muenker M.C., Moore A.J, Casanovas-Massana A., Omer S.B., Dela Cruz C.S., Farhadian S.F., Ko A.I., Grubaugh N.D., Iwasaki A. Detection of SARS-CoV-2 RNA by multiplex RT-qPCR // PLoS Biology. 2020. V. 18(10). e3000867. doi: 10.1371/journal.pbio.3000867
34. Lampl B. M., Salzberger B. Changing epidemiology of COVID-19 // GMS. Hyg. Infect. Control. 2020. V.15.doi: 10.3205/dgkh000362
35. Leung K., Shum M.H., Leung G.M., Lam T.T., Wu J.T. Early transmissibility assessment of the N501Y mutant strains of SARS-CoV-2 in the United Kingdom, October to November 2020 // Euro Surveill. 2021. V.26(1). doi: 10.2807/1560-7917.ES.2020.26.1.2002106
36. Li X., Zai J., Zhao Q, Nie Q., Li Y., Foley B.T., Chaillon A. Evolutionary history, potential intermediate animal host, and cross-species analyses of SARS-CoV-2 // J. Med. Virol. 2020. V. 92(6). P. 602-611. doi: 10.1002/jmv.25731
37. Li, Y., Yan L.M., Wan L., Xiang T.X., Le A., Liu J.M., PeirisM., PoonL. L.M., ZhangW. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19 // Lancet Infect. Dis. 2020a. doi:10.1016/S1473-3099(20)30232-2
38. Liotti F. M., Menchinelli G., Marchetti S., Morandotti G. A., Sanguinetti M., Posteraro B., Cattani, P. Evaluating the newly developed BioFire COVID-19 test for SARS-CoV-2 molecular detection // Clin. Infect. 2020.doi:10.1016/j.cmi.2020.07.026
39. Liu C., Shi Q., Peng M., Lu R., Li H., Cai Y., Chen J., Xu J., Shen B. Evaluation of droplet digital PCR for quantification of SARS-CoV-2 Virus in discharged COVID-19 patients // Aging (Albany NY). 2020. V 12(21). P. 20997-21003. doi:10.18632/aging.104020
40. Liu M., Li Q., Zhou J., Ai W., Zheng X., Zeng J., Liu Y., Xiang X., Guo R., Li X., Wu X., Xu H., Jiang L., Zhang H., Chen J., Tian L., Luo J., Luo C. Value of swab types and collection time on SARS-COV-2 detection using RT-PCR assay // J. Virol. 2020. 286:113974. doi: 10.1016/j.jviromet.2020.113974
41. Liu X., Feng J., Zhang Q., Guo D., Zhang L., Suo T.., Hu W, Guo M., Wang X., Huang Z., Xiong Y., Chen G., Chen Y., Lan K. Analytical comparisons of SARS-COV-2 detection by qRT-PCR and ddPCR with multiple primer/probe sets // Emerg. Microbes Infect. 2020a. V. 9(1). P. 1175-1179. doi: 10.1080/22221751.2020.1772679
42. Lübke N., Senff T., Scherger S., Hauka S., Andrée M., Adams O., Timm J., Walker A. Extraction-free SARS-CoV-2 detection by rapid RT-qPCR universal for all primary respiratory materials // J. Clin. 2020. V. 130. P.104579. doi: 10.1016/j.jcv.2020.104579
43. Mancini F., Barbanti F., Scaturro M., Errico G., Iacobino A., Bella A., Riccardo F., Marsili G., Stefanelli P., Pezzotti P., Rezza G., Ciervo A. Laboratory management for SARS-CoV-2 detection: a user-friendly combination of the heat treatment approach and rt-Real-time PCR testing // Emerg. Microbes Infect. 2020. V. (1). P. 1393-1396. doi: 10.1080/22221751.2020.1775500
44. Mancini F., Barbanti F., Scaturro M., Fontana S., Di Martino A., Marsili G., Puzelli S., Calzoletti L., Facchini M., Di Mario G., Fabiani C., Bella A., RiccardoF., PezzottiP., StefanelliP., RezzaG., Ciervo A. Multiplex rt-Real Time PCR assays for diagnostic testing of SARS-CoV-2 and seasonal influenza viruses. A challenge of the phase 3 pandemic setting // J. Infect. Dis. 2020. doi: org/10.1093/infdis/jiaa658
45. Mavziutov A.R., Bondarenko V.M., Latkin A.T. Inhibitore oF the Polymerase Chain Reaction // Journal of Microbiology Epidemiology Immunobiology. № 3. С. 93-98
46. Medeiros da Silva R.C., Nogueira Marinho L.C., de Araújo Silva D.N., Costa de Lima K., Pirih F.Q., Luz de Aquino Martins A.R. Saliva as a possible tool for the SARS-CoV-2 detection: A review // Travel Med. Infect. Dis. 2020. 38:101920. doi: 10.1016/j.tmaid.2020.101920
47. Molina L.P., Chow S.K., Nickel A., Love J.E. Prolonged Detection of Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) RNA in an Obstetric Patient With Antibody Seroconversion // Obstet. 2020. V. 136(4). P. 838-841. doi: 10.1097/AOG.0000000000004086
48. Moore N. M., Li H., Schejbal D., Lindsley J., Hayden M. K. Comparison of two commercial molecular tests and a laboratory-developed modification of the CDC 2019-nCoV reverse transcriptase PCR assay for the detection of SARS-CoV-2 // J. Clin. 2020. V. 58(8):e00938-20. doi: 10.1128/JCM.00938-20
49. Moreno-Contreras J., Espinoza M.A., Sandoval-Jaime C., Cantú-Cuevas M.A., Barón-Olivares H., Ortiz-Orozco O.D., Muñoz-Rangel A.V., Hernández-de la Cruz M., Eroza-Osorio C.M., Arias C.F., López S. Saliva Sampling and Its Direct Lysis, an Excellent Option To Increase the Number of SARS-CoV-2 Diagnostic Tests in Settings with Supply Shortages // J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(10):e01659-20. doi: 10.1128/JCM.01659-20
50. Munblit D., Nekliudov N.A., Bugaeva P., Blyuss O., Kislova M., Listovskaya E., Gamirova A., Shikhaleva A., Belyaev V., Timashev P., Yavorovskiy A., Bulanova E., Tsareva N., Avdeev S., Kapustina V.A., Pigolkin Y.I., Dankwa E.A, Kartsonaki C., Pritchard M.G., Fomin V., Svistunov A.A., Butnaru D., Glybochko P. StopCOVID cohort: An observational study of 3,480 patients admitted to the Sechenov University hospital network in Moscow city for suspected COVID-19 infection // Clin. Infect. Dis. 2020.doi.org/10.1093/cid/ciaa1535
51. Munster V.J., Feldmann F., Williamson B.N., van Doremalen N., Pérez-Pérez L., Schulz J., Meade-White K., Okumura A., Callison J., Brumbaugh B., Avanzato V.A., Rosenke R., Hanley P.W., Saturday G., Scott D., Fischer E.R., de Wit E. Respiratory disease in rhesus macaques inoculated with SARS-CoV-2 // Nature. 2020 Sep;585(7824):268-272. doi: 10.1038/s41586-020-2324-7
52. Pan Y., Long L., Zhang D., Yuan T., Cui S., Yang P., Wang Q., Ren S. Potential False-Negative Nucleic Acid Testing Results for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 from Thermal Inactivation of Samples with Low Viral Loads // Clin. Chem. V. 202066(6). P. 794-801. doi:10.1093/clinchem/hvaa091
53. Peñarrubia L., Ruiz M., Porco R., Rao S.N., Juanola-Falgarona M., Manissero D., López-Fontanals M., Pareja J. Multiple assays in a real-time RT-PCR SARS-CoV-2 panel can mitigate the risk of loss of sensitivity by new genomic variants during the COVID-19 outbreak // Int. J. Infect. Dis. 2020. V. 97:225-229. doi:10.1016/j.ijid.2020.06.027
54. Radbel J., Jagpal S., Roy J., Brooks A., Tischfield J., Sheldon M., Bixby C., Witt D., Gennaro M.L., Horton D.B., Barrett E.S., Carson J.L., Panettieri R.A. Jr., Blaser M.J. Detection of Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Is Comparable in Clinical Samples Preserved in Saline or Viral Transport Medium // J. Mol. Diagn. 2020. V. 22(7). P. 871-875. doi:10.1016/j.jmoldx.2020.04.209
55. Rana D.R, Pokhrel N. Sequence mismatch in PCR probes may mask the COVID-19 detection in Nepal // Mol. Cell Probes. 2020. V. 53:101599. doi:10.1016/j.mcp.2020.101599
56. Ransom E.M., Potter R.F., Wallace M.A., Mitchell K.F., Yarbrough M.L., Burnham C.A., Anderson N.W., Parikh B.A. Comparison of Extraction Methods and Thermocyclers for SARS-CoV-2 Molecular Detection Using Clinical Specimens // J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(10):e01622-20. doi: 10.1128/JCM.01622-20
57. Riediker M., Tsai D.H. Estimation of Viral Aerosol Emissions From Simulated Individuals With Asymptomatic to Moderate Coronavirus Disease 2019 // JAMA Netw. 2020. V. 3(7):e2013807. doi: 10.1001/jamanetworkopen.2020.13807
58. Rockx B, Kuiken T., Herfst S., Bestebroer T., Lamers M.M., Oude Munnink B.B., de Meulder D., van Amerongen G., van den Brand J., Okba N.M.A., Schipper D., van Run P., Leijten L., Sikkema R., Verschoor E., Verstrepen B., Bogers W., Langermans J., Drosten C., Fentener van Vlissingen M., Fouchier R., de Swart R., Koopmans M., Haagmans B.L. Comparative pathogenesis of COVID-19, MERS, and SARS in a nonhuman primate model // Science. 2020. V.368 (6494). P. 1012-1015.doi:10.1126/science.abb7314
59. Ryan D. J., Toomey S., Madden S. F., Casey M., Breathnach O. S., Morris P. G., Grogan L., Branagan P., Costello R.W., De Barra E., Hurley K., Gunaratnam C., McElvaney N.G., OBrien M.E., Sulaiman I., Morgan R.K., Hennessy B.T. Use of exhaled breath condensate (EBC) in the diagnosis of SARS-COV-2 (COVID-19) // Thorax. 2020. doi: 10.1136/thoraxjnl-2020-215705
60. Sawano M., Takeshita K., Ohno H., Oka H. A short perspective on a COVID-19 clinical study:‘diagnosis of COVID-19 by RT-PCR using exhale breath condensate samples’ // J. Breath Res. 2020. 14(4). 042003. doi:10.1088/1752-7163/abb99b
61. Sahajpal N.S., Mondal A.K., Njau A., Ananth S., Jones K., Ahluwalia P.K., Ahluwalia M., Jilani Y., Chaubey A., Hegde M., Kota V., Rojiani A., Kolhe R. Proposal of RT-PCR-Based Mass Population Screening for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (Coronavirus Disease 2019) // J. Mol. Diagn. 2020. V. 22(10). P. 1294-1299. doi: 10.1016/j.jmoldx.2020.07.001
62. Sakanashi D, Asai N, Nakamura A, Miyazaki N, Kawamoto Y, Ohno T, Yamada A, Koita I, Suematsu H, Hagihara M, Shiota A, Kurumiya A, Sakata M, Kato S, Muramatsu Y, Koizumi Y, Kishino T, Ohashi W, Yamagishi Y, Mikamo H. Comparative evaluation of nasopharyngeal swab and saliva specimens for the molecular detection of SARS-CoV-2 RNA in Japanese patients with COVID-19 // J. Infect. Chemother. 2021. V. 27(1). P. 126-129. doi: 10.1016/j.jiac.2020.09.027
63. Sender R, Bar-On YM, Flamholz A, Gleizer S, Bernsthein B, Phillips R, Milo R. The total number and mass of SARS-CoV-2 virions in an infected person // medRxiv. doi: 10.1101/2020.11.16.20232009
64. Sethuraman N., Jeremiah S.S., Ryo A.. Interpreting Diagnostic Tests for SARS-CoV-2 // JAMA. 2020. V. 323(22). P. 2249-2251. doi: 10.1001/jama.2020.8259
65. Smith, E., Zhen, W., Manji, R., Schron, D., Duong, S., & Berry, G. J. (2020). Analytical and Clinical Comparison of Three Nucleic Acid Amplification Tests for SARS-CoV-2 Detection // J Clin .Microbiol. 2020. V. 58(9):e01134-20. doi: 1128/JCM.01134-20
66. Srivatsan S., Han P. D., van Raay, K., Wolf C. R., McCulloch D. J., Kim A. E., Brandstetter E., Martin B., Gehring J., Chen W., Kosuri S., KonnickE. Q., LockwoodC. M., RiederM. J., NickersonD. A., ChuY., ShendureJ., Starita L. M. Preliminary support for a “dry swab, extraction free” protocol for SARS-CoV-2 testing via RT-qPCR // bioRxiv.2020. doi: 10.1101/2020.04.22.056283
67. Suo T., Liu X., Feng J., Guo M., Hu W., Guo D., Ullah H., Yang Y., Zhang Q., Wang X., Sajid M., Huang Z., Deng L., Chen T., Liu F., Xu K., Liu Y., Zhang Q., Liu Y., Xiong Y., Chen G., Lan K., Chen Y. ddPCR: a more accurate tool for SARS-CoV-2 detection in low viral load specimens // Emerg. Microbes Infect. 2020. V. 9(1). P. 1259-1268. doi: 10.1080/22221751.2020.1772678
68. Trypsteen W., Van Cleemput J., Snippenberg W.V., Gerlo S., Vandekerckhove L. On the whereabouts of SARS-CoV-2 in the human body: A systematic review // PLoS Pathog. V. 16(10):e1009037. doi: 10.1371/journal.ppat.1009037
69. Ulloa S., Bravo C., Parra B., Ramirez E., Acevedo A., Fasce R., Fernandez J. A simple method for SARS-CoV-2 detection by rRT-PCR without the use of a commercial RNA extraction kit // J. Virol. 2020. V. 285. 113960. doi: 10.1016/j.jviromet.2020.113960
70. Uwamino Y., Nagata M., Aoki W., Fujimori Y, Nakagawa T., Yokota H., Sakai-Tagawa Y., Iwatsuki-Horimoto K., Shiraki T., Uchida S., Uno S., Kabata H., Ikemura S., Kamata H., Ishii M., Fukunaga K., Kawaoka Y., Hasegawa N., Murata M. Accuracy and stability of saliva as a sample for reverse transcription PCR detection of SARS-CoV-2 // J. Clin. Pathol. 2020. doi: 10.1136/jclinpath-2020-206972
71. Vanaerschot M., Mann S.A., Webber J.T., Kamm J., Bell S.M., Bell J., Hong S.N., Nguyen M.P., Chan L.Y., Bhatt K.D., Tan M., Detweiler A.M., Espinosa A., Wu W., Batson J., Dynerman D., Wadford D.A., Puschnik A.S., Neff N., Ahyong V., Miller S., Ayscue P., Tato C.M., Paul S., Kistler A.L., DeRisi J.L., Crawford E.D. Identification of a Polymorphism in the N Gene of SARS-CoV-2 That Adversely Impacts Detection by Reverse Transcription-PCR // J. Clin. Microbiol. 2020. V. 59(1):e02369-20. doi:10.1128/JCM.02369-20
72. Vasudevan H., Xu P., Servellita V., Miller S., Liu L., Gopez A., Chiu C.Y., Abate A.R. Digital droplet PCR accurately quantifies SARS-CoV-2 viral load from crude lysate without nucleic acid purification // medRxiv [Preprint]. 2020. doi: 10.1101/2020.09.02.20186023
73. Waked R., Makhoul J., Saliba G., Chehata N., Mortada S., Zoghbi A., Choucair J., Haddad E. Are two consecutive negative RT-PCR results enough to rule out COVID-19? // New Microbes New Infect. 2020. 37:100750. doi:10.1016/j.nmni.2020.100750
74. Wang Y., Song W., Zhao Z., Chen P., Liu J., Li C. The impacts of viral inactivating methods on quantitative RT-PCR for COVID-19 // Virus Res. 2020. 285:197988. doi: 10.1016/j.virusres.2020.197988
75. Williamson BN, Feldmann F, Schwarz B, Meade-White K, Porter DP, Schulz J, van Doremalen N, Leighton I, Kwe Yinda C, Pérez-Pérez L, Okumura A, Lovaglio J, Hanley PW, Saturday G, Bosio CM, Anzick S, Barbian K, Cihlar T, Martens C, Scott DP, Munster VJ, de Wit E. Clinical benefit of remdesivir in rhesus macaques infected with SARS-CoV-2 // bioRxiv. 2020 Apr 22:2020.04.15.043166. doi: 10.1101/2020.04.15.043166
76. Yang S., Stanzione N., Uslan D.Z., Garner O.B., de St Maurice A. Clinical and Epidemiologic Evaluation of Inconclusive COVID-19 PCR Results Using a Quantitative Algorithm // Am. J. Clin. 2020. 4:aqaa251. doi: 10.1093/ajcp/aqaa251
77. Yee R., Truong T., Pannaraj P.S., Eubanks N., Gai E., Jumarang J., Turner L., Peralta A., Lee Y., Dien Bard J. Saliva is a Promising Alternative Specimen for the Detection of SARS-CoV-2 in Children and Adults // J. Clin. Microbiol. 2020. doi: 10.1128/JCM.02686-20
78. Zhang Y., Wang C., Han M., Ye J., Gao Y., Liu Z., He T., Li T., Xu M., Zhou .L, Zou G., Lu M., Zhang Z. Discrimination of False Negative Results in RT-PCR Detection of SARS-CoV-2 RNAs in Clinical Specimens by Using an Internal Reference // Virol Sin. 2020. doi: 10.1007/s12250-020-00273-8
79. Zhen W., Berry G. J. Development of a New Multiplex Real-Time RT-PCR Assay for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Detection // J. Mol. 2020. V. 22(12). P. 1367-1372. doi: 10.1016/j.jmoldx.2020.09.004
80. Ziegler K., Steininger P., Ziegler R., Steinmann J., Korn K., Ensser A. SARS-CoV-2 samples may escape detection because of a single point mutation in the N gene // Euro Surveill. V. 25(39):2001650. doi: 10.2807/1560-7917.ES.2020.25.39.2001650