Влияние света и температурного режима на содержание каротиноидов в клетках микроводоросли Chloromonas reticulata (Goroschankin) Gobi
17.11.2020
Авторы:
Название:
Влияние света и температурного режима на содержание каротиноидов в клетках микроводоросли Chloromonas reticulata (Goroschankin) Gobi
Страницы:
359-366
Изучено влияние света и температуры на синтез каротиноидов в клетках зеленой криофильной водоросли Chloromonas reticulata при культивировании в лабораторных условиях. Получены первые сведения о составе и количестве каротиноидов на примере штамма SYKOA Ch-054-11 (Коллекция живых культур водорослей Института биологии Коми НЦ УрО РАН). В клетках водоросли синтезируются β-каротин (предшественник астаксантина), ксантофиллы – неоксантин и лютеин, и пигменты виолаксантинового цикла (виолаксантин, антераксантин, зеаксантин). При освещении 500 мкМоль/(м2с) ФАР концентрация каротиноидов в клетках водоросли составила 63.5±6.5 мкг/мл, что в 8 раз выше по сравнению с показателями, полученными в эксперименте с освещенностью 35 мкмоль/(м2с) ФАР. Отмечено незначительное увеличение содержания каротиноидов (до 26 мкг/мл) при понижении температуры культивирования от 20 до 10°С. Наблюдали тенденцию к индукции синтеза астаксантина при высокой освещенности.
- Дымова О.В., Кузиванова О.А. Оптимизация способа экстракции фотосинтетических пигментов и их содержание в талломах лишайников. Химия растительного сырья. 2018. №2. С. 137-144. doi:10.14258/jcprm.2018023013 2. Минюк Г.С., Дробецкая И.В., Чубчикова И.Н., Терентьева Н.В. Одноклеточные водоросли как возобновляемый биологический ресурс: Обзор. Морський екологiчний журнал. 2008. Т. VII (2). С. 5-23. 3. Соловченко А.Е. Физиология и адаптивное значение вторичного каротиногенеза у зеленых микроводорослей. Физиология растений. Т. 60(1). 2013б. С. 3-16. doi:10.7868/S0015330313010089 4.Соловченко А.Е., Хозина-Голдберг И., Диди-Коэн Ш., Коэн Ц., Мерзляк М.Н. Влияние света и азотного голодания на содержание и состав каротиноидов зеленой водоросли Parietochloris incisa. Физиология растений. 2008. Т. 55(4). С. 507-515. 5. Соловченко А.Е., Чивкунова О.Б., Маслова И.П. Пигментный состав, оптические свойства и устойчивость фотодеструкции микроводоросли Haematococcus pluvialis, культивируемой при высокой освещенности. Физиология растений. 2011. Т. 58(1). С. 12-20. 6. Соловченко А.Е., Чивкунова О.Б., Семенова Л.Р., Селях И.О., Щербаков П.Н., Карпова Е.А., Лобакова Е.С. Влияние стрессов на содержание пигментов и жирных кислот липидов в клетках микроводоросли Desmodesmus sp. из Беломорского гидроида. Физиология растений. 2013а. Т. 60(3). С. 320-329. doi:10.7868/S0015330313030135 7. Apt K.E., Behrens P.W. Commercial developments in microalgal biotechnology. Journal of Phycology. 1999. V. 35(2). P. 215-226. doi:10.1046/j.1529-8817.1999.3520215.x 8. Ben-Amotz A., Katz A., Avron M. Accumulation of β-carotene in halotolerant alga: purification and characterization of β-carotene-rich globules from Dunaliella bardawil (Chlorophyceae). Journal of Phycology. 1982. V. 18. P. 529-537. 9. Bidigare R., Ondrusek M., Kennicutt M., Iturriaga R., Harvey H., Hoham R., Macko S. Evidence a photoprotective for secondary carotenoids of snow algae. Journal of Phycology. 1993. V. 29. P. 427-434. 10. Boussiba S. Carotenogenesis in the green alga Haematococcus pluvialis: cellular physiology and stress response. Physiologia Plantharum. 2000. V. 108. P. 111-117. doi:10.1034/j.1399-3054.2000.108002111.x 11. Britton G. UV/Visible Spectroscopy. In G.Britton, S. Liaaen-Jensen, H. Pfander (Eds.). Carotenoids. Basel: Birkhauser Verlag. 1995. P. 13-62. 12. Del Campo J.A., García-González M., Guerrero M.G. Outdoor cultivation of microalgae for carotenoid production: current state and perspectives. Applied Microbiology and Biotechnology. 2007. V. 74(6). P. 1163-1174. doi:10.1007/s00253-007-0844-9 13. Del Campo J.A., Rodrı́guez H., Moreno J., Vargas M., Rivas J., Guerrero M.G. Lutein production by Muriellopsis sp. in an outdoor tubular photobioreactor. Journal of Biotechnology. 2001. V. 85(3). P. 289-295. doi:10.1016/S0168-1656(00)00380-1 14. Gilmore A. M., Yamamoto H. Y. Resolution of lutein and zeaxanthin using a non-endcapped, lightly carbon-loaded C18 high-performance liquid chromatographic column. Journal of Chromatography A. 1991. V. 543. P. 137–145. 15. Grung M., D’Souza F.M.L., Borowitzka M. Algal carotenoids 1. Seconday carotenoids 2. Haematococcus pluvialis aplanospores as a source of (3S, 3’S)-astaxanthin esters. Journal of Applied Phycology. 1992. V. 4. P. 165-171. 16. Fan L., Vonchak A., Zarka A., Boussiba S. Does astaxanthin protect Haematococcus against light damage? // Zeitschrift für Naturforschung. 1998. V. 53. P. 93-100. doi:https://doi.org/10.1515/znc-1998-1-217 17. Hagen C., Braune W., Bjorn L. Functional aspects of secondary carotenoids in Haematococcus lacustris (Volvocales). III. Action as a «sunshade». Journal of Phycology. 1994. V. 30(2). P. 241-248. doi:10.1111/j.0022-3646.1994.00241.x 18. Hussein G., Sankawa U., Goto H., Matsumoto K., Watanabe H. Astaxanthin, a carotenoid with potential in human health and nutrition. Journal of Natural Products. 2006. V. 69. P. 443-449. doi:10.1021/np050354+ 19. Ikeda Y., Tsuji S., Satoh A., Ishikura M., Shirasawa T., Shimizu T. Protective effects of astaxanthin on 6-hydroxydopamine induced apoptosis in human neuroblastoma SH-SY5Y cells. Journal of Neurochemistry. 2008. V. 107. P. 1730-1740. doi:10.1111/j.1471-4159.2008.05743.x 20. Lang N.J. Electron microscopic studies of extraplastidic astaxanthin in Haematococcus. Journal of Phycology. 1968. V. 4 (1). P. 12-19. 21. Lemoine Y., Schoefs B. Secondary ketocarotenoid astaxanthin biosynthesis in algae: a multifunctional response to stress. Photosynthesis Research. 2010. V.106. P. 155-177. doi:10.1007/s11120-010-9583-3. 22. Liu B.-H., Lee Y.-K. Secondary carotenoids formation by the green alga Chlorococcum sp. Journal of Applied Phycology. 2000. V. 12(3/5). P. 301-307. doi:10.1023/a:1008185212724 23. Matsuzaki R., Hara Y., Nozaki H. A taxonomic revision of Chloromonas reticulata (Volvocales, Chlorophyceae), the type species of the genus Chloromonas, based on multigene phylogeny and comparative light and electron microscopy. Phycologia. 2012. V. 51(1). P. 74-85. doi:10.2216/11-18.1 24. Mostafa S.S.M. Microalgal Biotechnology: Prospects and Applications. In Plant Science. Edited by Nabin Kumar D. INTech. 2012. doi:10.5772/53694. Available from: https://www.intechopen.com/books/plant-science/microalgal-biotechnology-prospects-and-applications 25. Ng D.H.P., Ng Y.K., Shen H., Lee Y.K. Microalgal biotechnology: The way forward. In S.K. Kim (Ed.). Handbook of marine microalgae: Biotechnology Advances. London: Academic Press. 2015. 69-77 p. doi:10.1016/b978-0-12-800776-1.00006-6 26. Novakovskaya I.V., Patova E.N., Boldina O.N., Patova A.D., Shadrin D.M. Molecular phylogenetic analyses, ecology and morphological characteristics of Chloromonas reticulata (Goroschankin) Gobi which causes red blooming of snow in the Subpolar Urals. Cryptogamie, Algologie. 2018. V. 39(2). P. 199-213. doi:10.7872/crya/v39.iss2.2018.199 27. Osterrothová K., Culka A., Němečková K., Kaftan D., Nedbalová L., Procházková L., Jehlička J. Analyzing carotenoids of snow algae by Raman microspectroscopy and high-performance liquid chromatography. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 2019. V. 212. P. 262-271. doi:10.1016/j.saa.2019.01.013 28. Remias D., Albert A., Lütz C. Effects of realistically simulated, elevated UV irradiation on photosynthesis and pigment composition of the alpine snow alga Chlamydomonas nivalis and the arctic soil alga Tetracystis sp. (Chlorophyceae). Photosynthetica. 2010. V. 48 (2). P. 269-277. 29. Rezanka T., Nedbalova L., Prochazkova L., Sigler K. Lipidomic profiling of snow algae by ESI-MS and silver-LC/APCI-MS. Phytochemistry 2014. V. 100. P. 34-42. doi:10.1016/j.phytochem.2014.01.017 30. Rise M., Cohen E., Vishkautsan M., Cojocaru M., Gottlieb H.E., Arad S. (M.). Accumulation of Secondary Carotenoids in Chlorella zofingiensis. Journal of Plant Physiology. 1994. V. 144. P. 287-292. doi:10.1016/S0176-1617(11)81189-2 31. Solovchenko A., Merzlyak M.N., Khozin-Goldberg I., Cohen Z., Bousibba S. Coordinated carotenoid and lipid synthesis induced in Parietochloris insica (Chlorophyta, Trebouxiophyceae) mutant deficient in Δ5 desaturase by nitrogen starvation and high light. Journal of Phycology. 2010. V. 46. P. 763-772. doi.org/10.1111/j.1529-8817.2010.00849.x 32. Zheng Y., Xue C., Chen H., He C., Wang, Q. Low-temperature adaptation of the snow alga Chlamydomonas nivalis is associated with the photosynthetic system regulatory process. Frontiers in Microbiology. 2020. № 11. doi:10.3389/fmicb.2020.01233