Biomics

Полимеразная цепная реакция является незаменимым методом современной биологической науки и медицины. Метод заключается в ферментативной наработке фрагментов нуклеиновых кислот путем многократного увеличения количества исходной ДНК или РНК мишени. Необходимость анализа с помощью ПЦР сложных биологических материалов обусловливает разработку подходов, повышающих чувствительность и специфичность реакции. Одним из таких приемов является добавление в ПЦР-реакционные смеси специальных веществ - ингибиторов или энхансеров ПЦР, модулирующих протекание реакции. В данной работе исследовано протекание ПЦР в присутствии Na-солей производных гексагидропиримидина и бис(1,2,3,4-тетрагидропиридина) и соли тетрагидропиримидиния - структурных аналогов эктоинов, известных как энхансеры ПЦР. Оказалось, что протестированные производные гексагидропиримидина практически не влияют на протекание ПЦР, а производные бис(1,2,3,4-тетрагидропиридина) в основном полностью ингибируют ПЦР в концентрации 10 мМ. Ближайший аналог эктоина, соль тетрагидропиримидиния, оказывает умеренный ингибирующий эффект.

нуклеиновые кислоты, полимеразная цепная реакция, ингибиторы ПЦР, энхансеры ПЦР, гексагидропиримидин, тетрагидропиридин

1. Галимова А.А., Сахабутдинова А.Р., Гарафутдинов Р.Р. Протекание полимеразной цепной реакции с праймерами «встык» в присутствии ингибиторов // Вестник Башгосуниверситета. 2017. Т. 22. С. 1017-1021.

2. Гибадуллина Н.Н., Латыпова Д.Р., Нугуманов Т.Р., Спирихин Л.В., Докичев В.А. Синтез
полифункционализированных 1,1'-(α,ωалкандиил)бис(1,2,3,4-тетрагидропиридинов) // Химия гетероцикл. соед. 2017. Т. 53. С. 1098-1102.

3. Ишмияров Э.Р., Рахимова Н.Т., Латыпова Д.Р., Спирихин Л.В., Абдуллин М.И., Докичев В.А. Однореакторный синтез полизамещенных 1,2,3,4-тетерагидропиридинов // Журн. орган. хим. 2015. Т. 51. Вып. 12. С. 1770-1773.

4. Чемерис А.В. Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Нагаев Н.Р., Вахитов В.А. Причины ложно-негативной ПЦР и недопущение некоторых из них // Биомика. 2012. Т. 4. С. 31-47.

5. Чемерис А.В., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р., Вахитов В.А. Как исключить появление ложнопозитивных результатов при проведении полимеразной цепной реакции // Вестник биотехнол. физ.-хим. биол. 2012. Т. 8. № 3. с. 34-45.

6. Bachmann B., Luke W., Hunsmann G. Improvement of PCR amplified DNA sequencing with the aid of detergents // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 1309. doi: 10.1093/nar/18.5.1309

7. Baskaran N., Kandpal R.P., Bhargava A.K., Glynn M.W., Bale A., Weissman S.M. Uniform amplification of a mixture of deoxyribonucleic acids with varying GC content // Genome Res. 1996. V. 6. P. 633-638. doi: 10.1101/gr.6.7.633

8. Bookstein R. Lai C.C., To H., Lee W.H. PCR-based detection of a polymorphic BamHI site in intron 1 of the human retinoblastoma (RB) gene // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 1666. doi: 10.1093/nar/18.6.1666

9. Brettell T.A., Butler J.M., Almirall J.R. Forensic science // Anal. Chem. 2011. V. 83. P. 4539-4556. doi: 10.1021/ac201075e

10. Burtis C.A., Ashwood E.R., Bruns D.E. Tietz Textbook of Clinical Chemistry and Molecular Diagnostics. 6th ed. St. Louis: Saunders Elsevier, 2017.

11. Chakrabarti R., Schutt C.E. The enhancement of PCR amplification by low molecular weight amides // Nucleic Acids Res. 2001a. V. 29. P. 2377-2381. doi: 10.1093/nar/29.11.2377

12. Chakrabarti R., Schutt C.E. Novel sulfoxides facilitate GC-rich template amplification // Biotechniques. 2002. V. 32. P. 866-874. DOI: 10.2144/02324rr04

13. Chakrabarti R., Schutt C.E. The enhancement of PCR amplification by low molecular-weight sulfones // Gene. 2001b. V. 274. P. 293-298. doi: 10.1016/S0378-1119(01)00621-7

14. Chaouachi M., Bérard A., Saïd K. Relative quantification in seed GMO analysis: state of art and bottle-necks // Transgenic Res. 2013. V. 22. P. 461-476. doi: 10.1007/s11248-012-9684-1

15. Chen J., Cao X., Guo R., ShenM., Peng C., Xiao T., Shi X. A highly effective polymerase chain reaction enhancer based on dendrimer-entrapped gold nanoparticles // Analyst. 2012. V. 137.P. 223-228. doi: 10.1039/c1an15816c

16. Chevet E., Lemaître G., Katinka M.D. Low concentrations of tetramethylammonium chloride increase yield and specificity of PCR // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3343-3344. doi: 10.1093/nar/23.16.3343

17. Demeke T., Adams R.P. The effects of plant polysaccharides and buffer additives on PCR // Biotechniques. 1992. V. 12. P. 332-334.

18. Frackman S., Kobs G., Simpson D., Storts D. Betaine and DMSO: enhancing agents for PCR / Promega Notes. 1998. V. 65. P. 27.

19. Garafutdinov R.R., Galimova A.A., Sakhabutdinova A.R., Vakhitov V.A., Chemeris A.V. DNA Amplification Using PCR with Abutting Primers // Mol. Biol. 2015. V. 49. P. 560-568. doi: 10.7868/S0026898415040059

20. Garafutdinov R.R., Galimova А.А., Sakhabutdinova А.R. Polymerase chain reaction with nearby primers // Anal. Biochem. 2017. V. 518. P. 126-133. doi: 10.1016/j.ab.2016.11.017

21. Gibadullina N.N., Latypova D.R., Novikov R.A., Dokichev V.A. Reaction of trifluoromethyl 1,3- dicarbonyl compounds with formaldehyde and esters of natural α-aminoacids // Arkivoc. 2017. iv. P. 222-235. doi: 10.3998/ark.5550190.p010.003
22. Gibadullina N.N. Latypova D.R., Vakhitov V.A., Khasanova D.V., Zainullina L.F., Vakhitova Y.V., Lobov A.N., Ugrak B.I., Tomilov Y.V., Dokichev V.A. Synthesis and cytotoxic activities of difluoroacetylsubstituted hexahydropyrimidine derivatives // J. Fluor. Chem. 2018. V. 211. P. 94-99. doi: 10.1016/j.jfluchem.2018.04.011
23. Hengen P.N. Optimizing multiplex and LA-PCR with betaine // Trends in Biochem. Sci. 1997. V. 22. P. 225-226. doi: 10.1016/S0968-0004(97)01069-4

24. Henke W., Herdel K., Jung K., Schnorr D., Loening S.A. Betaine improves the PCR amplification of GC-rich DNA sequences// Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3957-3958. doi: 10.1093/nar/25.19.3957

25. Hofreiter M., Shapiro B. Ancient DNA: Methods and Protocols // Humana Press Incorporated. 2012. doi: 10.1007/978-1-61779-516-9

26. Kambli P., Kelkar-Mane V. Nanosized Fe3O4 an efficient PCR yield enhancer - Comparative study with Au, Ag nanoparticles // Coll. Surf. B: Biointerfaces. 2016. V. 141. P. 546-552. doi: 10.1016/j.colsurfb.2016.02.024.

27. Kovárová M., Dráber P. New specificity and yield enhancer of polymerase chain reactions // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. E70. doi: 10.1093/nar/28.13.e70

28. Kreader C.A. Relief of amplification inhibition in PCR with bovine serum albumin or T4 gene 32 protein // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 1102-1106.

29. Latypova D.R. et al. Synthesis and in vitro cytotoxicity evaluation of some N-substituted α-amino acid derivatives containing a hexahydropyrimidine moiety // Med. Chem. Res. 2017. V. 26. P. 900-908. doi: 10.1007/s00044-017-1802-4.

30. Liu Y.S., Thomas R.J., Phillips W.A. Single-step direct PCR amplification from solid tissues // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 1640. doi: 10.1093/nar/23.9.1640

31. McConlogue L., Brow M.A., Innis M.A. Structureindependent DNA amplification by PCR using 7-deaza2’-deoxyguanosine // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 9869. doi: 10.1093/nar/16.20.9869

32. Mullis K.B., Faloona F.A. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase catalyzed chain reaction // Methods Enzymol. 1987. V. 155. P. 335-350. doi: 10.1016/0076-6879(87)55023-6

33. Nagai M., Yoshida A., Sato N. Additive effects of bovine serum albumin, dithiothreitol, and glycerol on PCR // Biochem. Mol. Biol. Int. 1998. V. 44. P. 157-163.

34. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F., Mullis K.B., Horn G.T., Erlich H.A., Arnheim N. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia // Science. 1985. V. 230. P. 1350-1354. doi: 10.1126/science.2999980

35. Saito M., Miyahara S., Villanueva S.Y., Aramaki N., Ikejiri M., Kobayashi Y., Guevarra J.P., Masuzawa T., Gloriani N.G., Yanagihara Y., Yoshida S. PCR and culture identification of pathogenic Leptospira sP. from coastal soil in Leyte, Philippines, after a storm surge during Super Typhoon Haiyan (Yolanda) // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 6926-6932. doi:
10.1128/AEM.02568-14

36. Sarkar G., Kapelner S., Sommer S.S. Formamide can dramatically improve the specificity of PCR // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 7465. doi: 10.1093/nar/18.24.7465

37. Schnoor M., Voß P., Cullena P., Boking T., Galla H-J., Galinski E.D., Lorkowski S. Characterization of the synthetic compatible solute homoectoine as a potent PCR enhancer // Biochem. Biophys. Res. Comm. 2004. V. 322. P. 867-872. doi: 10.1016/j.bbrc.2004.07.200

38. Spiess A.N., Mueller N., Ivell R. Trehalose is a potent PCR enhancer: lowering of DNA melting temperature and thermal stabilization of taq polymerase by the disaccharide trehalose // Clin. Chem. 2004. V. 50. P. 1256-1259. doi: 10.1373/clinchem.2004.031336.

39. Turner S.L., Jenkins F.J. Use of deoxyinosine in PCR to improve amplification of GC-rich DNA // Biotechniques. 1995. V. 19. P. 48-52.

40. Zhang Z., Yang X., Meng L., Liu F., Shen C., Yang W. Enhanced amplification of GC-rich DNA with two organic reagents // Biotechniques. 2009. V. 47. P. 775-779. doi: 10.2144/000113203