eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197

Biomics

Архив номеров

Индексирование
  1. Главная
  2. →
  3. 2017
  4. →
  5. Том 9, № 4
  6. →
  7. Статьи
  8. →
  9. Роль бактериальных адгезинов и других компонентов клеток на начальных этапах растительно-микробных взаимодействий

Роль бактериальных адгезинов и других компонентов клеток на начальных этапах растительно-микробных взаимодействий

Год: 2017

Страницы: 325-339

Номер: Том 9, № 4

Тип: научная статья

Рубрика: Статьи

Авторы: Хакимова Л.Р., Лавина А.M, Сербаева Э.Р, Вершинина Зиля Рифовна, Баймиев Алексей Ханифович, Садыкова Л.Р.!

Скачать pdf

Аннотация:

В данном обзоре рассматриваются компоненты клеток бактерий, участвующие на ранних этапах формирования растительно-микробных взаимодействий. Для успешного прикрепления бактериальных клеток необходим синтез бактериальных поверхностных полисахаридов (экзополисахаридов (ЭПС), липополисахаридов (ЛПС), капсулярных полисахаридов (КПС, Кантигены)), лектинов растений и бактериальных адгезинов, в том числе и белка RapA1. Адгезин RapA1 имеет сходство с рикадгезином, так как он также может связывать Са2+ и участвовать в адсорбции бактерий к поверхности корневых волосков растений, но отличается некоторыми биохимическими свойствами и имеет размер 24 кДа вместо 14 кДа. Кроме того, RapA1 является производным только небольшой группы ризобий. Все эти компоненты являются молекуламипосредниками в растительно-микробных взаимодействиях и критичны для формирования эффективных симбиозов. Нами была поставлена цель – исследовать возможность использования бактериального адгезина RapA1 R. leguminosarum в качестве инструмента для создания искусственных ассоциаций культурных растений с PGPR микроорганизмами. Для ее выполнения были получены рекомбинантные штаммы ризобий R. leguminosarum с повышенной продукцией белка RарA1, а также штаммы R. galegae и E. coli, в которых данный белок синтезируется de novo. Исследования показали усиление способности модифицированных штаммов к аутоагглютинации, что свидетельствует о повышении адгезивных свойств. Бактериальный адгезин RapA1 R. leguminosarum можно использовать в качестве инструмента для улучшения эффективности формирования существующих эндосимбиозов, а также для создания ассоциативных симбиотических систем de novo. При этом спектр штаммов не ограничивается ризобиями, так как данный адгезин не обладает строгой специфичностью по отношению к данным микросимбионтам. Кроме свойств адгезина белок RapA1 имеет также агглютинирующую способность, что является необходимым в процессах формирования биопленок на поверхности корней растений, что также повышает конкурентоспособность интродуцированных штаммов ризобий в условиях агроценоза.

Ключевые слова:

PGPR-микроорганизмы, ризобии, адгезин RapA1, бактериальная аутоагглютинация, биопленка, ЭПС, ЛПС, КПС

Библиографический список:

  1. Благова Д.К.Вершинина З.Р.Нигматуллина Л.Р.Лавина А.М.Баймиев Ан.Х.Баймиев Ал.Х. Искусственные ассоциативные симбиозы между томатом и ризобиямиобладающими фунгистатической активностью // Сельскохозяйственная биология. 2015. Т. 50. С. 107-114.
  2. Благодатская Е.В.Ермолаев А.М.Мякшина Т.Н. Экологические стратегии микробных сообществ под растениями луговых систем // Изв. РАН. Сер. Биология. 2004. Т. 31. С. 740-748.
  3. Вершинина З.Р.Баймиев Ан.Х.Благова Д.К.Князев А.В.Баймиев Ал.Х.Чемерис А.В. Биоинженерия симбиотических систем: создание новых ассоциативных симбиозов с помощью лектинов на примере табака и рапса // Прикладная биохимия и микробиология. 2011. Т.47. С. 336-342.
  4. Вершинина З.Р.Благова Д.К.Нигматуллина Л.Р.Лавина А.М.Баймиев А.Х.Чемерис А.В. Ассоциативный симбиоз трансгенных томатов с ризобиями повышает устойчивость растений к Fusarium oxisporum f. sp. lycopersici // Биотехнология. 2015. №3. С. 42-53.
  5. Вершинина З.Р.Благова Д.К.Нигматуллина Л.Р.Оркодашвили А.М.Баймиев Ал.Х. Искусственная ассоциативная симбиотическая система рапса с ризобиями для защиты от фитопатогенов // Известия Самарского научного центра Российской академии наук. 2013. Т. 15. С. 1579-1582.
  6. Моргун В.В.Коць С.Я.Кириченко Е.В. Ростостимулирующие ризобактерии и их практическое применение // Физиология и биохимия культурных растений. 2009. Т.41. С. 187-207.
  7. Наплекова Н.Н.Чудинова Ю.В. Влияние внешних факторов на антагонизм бактерий в ризосфере льна к фитопатогенным грибам // Вестник КрасГАУ. 2009. № 5. С. 62.
  8. Нигматуллина Л.Р.Лавина А.М.Вершинина З.Р.Баймиев Ал.Х. Вклад бактериального адгезина RapA1 в эффективность формирования симбиоза Rhizobium leguminosarum с растениями фасоли // Микробиология. 2015. Т. 84. С. 705-711.
  9. Оркодашвили А.М.Вершинина З.Р.Нигматуллина Л.Р.Лутфуллин А.З.Баймиев Ал.Х / Создание новых ассоциативных симбиозов между сладким перцем и ризобиямиобладающими фунгистатической активностью // Материалы всероссийской научной конференции с международным участием «Современные проблемы биохимии и биотехнологии». 2013. С. 143-147.
  10. Патика В. П.Омелянець Т. Г.Гриник І. В.Петриченко В. Ф. Екологія мікроорганізмів. К.: Основа2007. 192 с.
  11. Соколова М.Г.Акимова Г.П.Хуснидинов Ш.К. Эффективность применения биопрепаратов ассоциативных бактерий на различных овощных культура // Агроэкология. 2009. № 7. С.54-59.
  12. Спайнк Г.Кондороши А.Хукас П. Rhizobiaceae: молекулярная биология бактерийвзаимодействующих с растениями. СПб.: Бионт2002. 567 с.
  13. Стрелкова Е.А.Позднякова Н.В.Журина М.В.Плакунов В.К.Беляев С.С. Роль внеклеточного полимерного матрикса в устойчивости бактериальных биопленок к экстремальным факторам среды // Микробиология. 2013. Т. 82. С. 131-138.
  14. Тихонович И.А.Круглов Ю.В. Микробиологические аспекты плодородия почвы и проблемы устойчивого земледелия // Плодородие. 2006. № 5. С. 9-12.
  15. Хакимова Л.Р.Лавина А.М.Вершинина З.Р.Баймиев Ал.Х. Использование штаммов-продуцентов адгезина RapA1 в Rhizobium leguminosarum для создания бинарных биоудобрений // Прикладная биохимия и микробиология. 2017. Т. 53. С. 400-405.
  16. Цавкелова Е.А.Климова С.Ю.Чердынцев Т.А.Нетрусов А.И. Гормоны и гормоноподобные соединения микроорганизмов // Прикл. биохимия и микробиология. 2006. Т. 42. С. 261-268.
  17. Цавкелова Е.А.Чердынцев Т.А.Нетрусов А.И. Образование ауксинов бактериямиассоциированными с корнями орхидей // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 55-62.
  18. Цыганова А.В.Цыганов В.Е. Роль поверхностных компонентов ризобий в симбиотических взаимодействиях с бобовыми растениями // Успехи современной биологии. 2012. Т. 132. С. 211-222.
  19. Adesemoye A.Ugoji E. Evaluating Pseudomonas aeruginosa as plant growth-promoting rhizobacteria in West Africa // Arch. Phytopathol. Plant Prot. 2009. V.42. P. 188-200. DOI:10.1080/03235400601014791
  20. Antoun H.Prévost D. Ecology of plant growth promoting rhizobacteria // PGPR: Biocontrol and biofertilization. Springer Netherlands2006. P. 1-38.
  21. Ashraf M.A.Asif M.Zaheer A.Malik A.Ali Q.Rasool M. Plant growth promoting rhizobacteria and sustainable agriculture: A review // African. J. .Microbiol. Res. 2013. V. 7. P. 704-709. DOI:10.5897/AJMR12.936
  22. Ausmees N.Jacobsson K.Lindberg M. A unipolarly locatedcell-surface-associated agglutinin RapA belongs to a family of Rhizobium-adhering proteins (Rap) in Rhizobium leguminosarum bv. trifolii // Microbiology. 2001. V. 147. P. 549-559. DOI:10.1099/00221287-147-3-549
  23. Bahat-Samet E.Castro-Sowinski S.Okon Y. Arabinose content of extracellular polysaccharide plays a role in cell aggregation of Azospirillum brasilense // FEMS Microbiol. Lett. 2004. V.237. P. 195-203. DOI:10.1111/j.1574-6968.2004.tb09696.x
  24. Bashan Y.Holguin G.de-Bashan L.E. Azospirillum-plant relationships: physiologicalmolecularagriculturaland environmental advances // Can. J. Microbiol. 2004. V.50. P. 521-577. DOI:10.1139/w04-035
  25. Becker A.Fraysse N.Sharypova L. Recent advances in studies on structure and symbiosis-related function of rhizobial K-antigenss and lipopolysaccharides // Mol. Plant Microbe Interact. 2005. V. 18. P. 899–905. DOI:10.1094 / MPMI -18-0899
  26. Bogino P.C.Oliva M.M.Sorroche F. G.Giordano W. The Role of Bacterial Biofilms and Surface Components in Plant-Bacterial Associations // Int. J. Mol. Sci. 2013. V.14. P. 15838-15859. DOI:10.3390/ijms140815838
  27. Branda S.S.Vik S.Friedman L.Kolter R. Biofilms: The matrix revisited // Trends Microbiol. 2005. V.13. P. 20-26. DOI:10.1016/j.tim.2004.11.006
  28. Bullied W.J.Buss T.J.Vessey J.K. Bacillus cereus UW85 inoculation effects on growthnodulation and N accumulation in grain legumes // J. Plant Sci. 2002. V.82. P. 291-298. DOI:10.4141/P01-047
  29. Cattelan A.J.Hartel P.G.Fuhrmann J.J. Screening for plant growth-promoting rhizobacteria to promote early soybean growth // Soil Sci. Soc. Am. J. 1999. V. 63. P. 1670-1680.
  30. Chaintreuil C.Giraud E.Prin Y.Lorquin J.Ba A.Gillis M.Lajudie P.Dreyfus B. Photosynthetic Bradyrhizobia are natural endophytes of the african wild rice Oryza breviligulata // Appl. Envir. Microbiol. 2000. V. 66. P. 5437-5447. DOI:10.1128/AEM.66.12.5437-5447.2000
  31. Cho J.H.Jung D.K.Lee K.Rhee S. Crystal Structure and functional analysis of the extradiol dioxygenase LapB from a long-chain alkylphenol degradation pathway in Pseudomonas // J. Biol. Chem. 2009. V. 49. P. 34321-34330. DOI:10.1074/jbc.M109.031054
  32. Clifford J.C.Rapicavoli J.N.Roper M.C. A rhamnose-rich O-antigen mediates adhesionvirulence and host colonization for the xylem-limited phytopathogenXylella fastidiosa // Mol. Plant. Microbe Interact. 2013. V 26. P. 676-685. DOI:10.1094/MPMI-12-12-0283-R
  33. Cocking E.C.Davey M.R. Nitrogen from the air for non-legume crops // Chem. Industry. 1991. P. 831-835.
  34. Cooper J.E. Early interactions between legumes and rhizobia: disclosing complexity in a molecular dialogue // J. Appl. Microbiol. 2007. V. 103. № 5. P. 1355. DOI:10.1111/j.1365-2672.2007.03366.x
  35. D’Haeze W.Glushka J.De Rycke R.Holsters M.Carlson R.W. Structural characterization of extracellular polysaccharides of Azorhizobium caulinodans and importance for nodule initiation on Sesbania rostrata // Mol. Microbiol. 2004. V. 52. № 2. P. 485. DOI:10.1111/j.1365-2958.2004.03989.x
  36. Davey M.E.O’Toole G.A. Microbial biofilms: From ecology to molecular genetics // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. V. 64. P. 847-867. DOI:10.1128/MMBR.64.4.847-867.2000
  37. De Freitas J.R.Germida J.J. Plant growth promoting rhizobacteria for winter wheat // Can. J. Microbiol. 1990. V. 36. P. 265-272. DOI: 10.1139/m90-046
  38. De Silva A.Patterson K.Rothrock C.Moore J. Growth promotion of highbush blueberry by fungal and bacterial inoculants // Hort. Sci. 2000. V. 35. P. 1228-1230. DOI:10.1128/AEM.67.11.5055-5062.2001
  39. Dey R.Pal K.K.Bhatt D.M. Growth promotion and yield enhancement of peanut (Arachishypogaea L.) by application of plant growth-promoting rhizobacteria // Microbiol. 2004. V. 159. P. 371-394. DOI:10.1016/j.micres.2004.08.004
  40. Finnie C.Zorreguieta A.Hartley N. M.Downie J. A. Characterization of Rhizobium leguminosarum exopolysaccharideglycanases that are secreted via a type I exporter andhave a novel heptapeptide repeat motif // J. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 1691-1699.
  41. Flemming H.C.Wingender J. The biofilm matrix // Nature Rev. Microbiol. 2010. V. 8. P. 623-633. DOI:10.1038/nrmicro2415
  42. Fraysse N.Lindner B.Kaczynski Z.Sharypova L.Holst O.Niehaus K.Poinsot V. Sinorhizobium meliloti strain 1021 produces a low-molecular-mass capsular polysaccharide that is a homopolymer of 3-deoxy-D-manno-oct-2-ulosonic acid harboring a phospholipid anchor // Glycobiol. 2005. V. 15. № 1. P. 101. DOI:10.1093/glycob/cwh142
  43. Fujishige N.A.Lum M.R.De Hoff P.L.Whitelegge J.P.Faull K.F.Hirsch A.M. Rhizobium common nod genes are required for biofilm formation // Mol. Microbiol. 2008. V. 67. № 3. P. 504. DOI:10.1111/j.1365-2958.2007.06064.x
  44. Gage D.J. Infection and invation of roots by symbiotic nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes// Microbiol. and Molecular Biol. Rev. 2004. V. 68. Р. 280-300. DOI:10.1128/MMBR.68.2.280-300.2004
  45. Garcia-Fraile P.Carro L.Robledo M.Ramirez-Bahena M-H.Flores-Felix J-D. Rhizobium promotes non-legumes growth and quality in several production steps: towards a biofertilization of rdible raw vegetables healthy for humans // PLoS ONE. 2012. V. 7. e38122. doi:10.1371journal.pone.0038122.
  46. Glick B.R. The enhancement of plant growth by free-living bacteria // Can. J. Microbiol. 1995. V. 41. P. 109-117. DOI:10.1139/m95-015
  47. Glucksmann M. A.Reuber T. L.Walker G. C. Genes needed for the modificationpolymerizationexportand processing of succinoglycan by Rhizobium meliloti: a model for succinoglycan biosynthesis // J Bacteriol. 1993. V. 175. P. 7045-7055. DOI:10.1128/jb.175.21.7045-7055.1993
  48. González J.E.Reuhs B.L.Walker G.C. Low molecular weight EPS II of Rhizobium meliloti allows nodule invasion in Medicago sativa // Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. V. 93. P. 8636-8641.
  49. Gutiérrez-Zamora M.L.Martínez-Romero E. Natural endophytic association between Rhizobium etli and maize (Zea mays L.) // J. Biotechnol. 2001. V. 91. P. 117-126. DOI:10.1016/S0168-1656(01)00332-7
  50. Hartmann A.Rothballer M.Schmid M. Lorenz Hiltnera pioneer in rhizosphere microbial ecology and soil bacteriology research // Plant Soil. 2008. V. 312. P. 7-14. DOI:10.1007/s11104-007-9514-z
  51. Herman M.A.B.Nault B.A.Smart C.D. Effects of plant growth promoting rhizobacteria on bell pepperproduction and green peach aphid infestations in New York // Crop Protect. 2008. V. 27. P. 996-1002. DOI:10.1016/j.cropro.2007.12.004
  52. Hinsa S.M.Espinosa-Urgel M.Ramos J.L.O'Toole G.A. Transition from reversible to irreversible attachment during biofilm formation by Pseudomonas fluorescens WCS365 requires an ABC transporter and a large secreted protein // Molecular Microbiology. 2003. V. 49. P. 905-918. DOI:10.1046/j.1365-2958.2003.03615.x
  53. Ho S.C.Wang J.L.Schindler M.Loh J. T. Carbohydrate binding activities of Bradyrhizobium japonicum. III. Lectin expressionbacterial bindingand nodulation efficiency // Plant J. 1994. V. 5. P. 873-884. DOI:10.1046/j.1365-313X.1994.5060873.x
  54. Kang S.H.Cho K.K.Bok J.D. et al. Cloningsequencing and characterization of a novel genphoIfrom soil bacterium Enterobacter sp.4 // Curr. Microbiol. 2006. V. 52. P. 243-248. DOI:0.1007/s00284-005-4467-z
  55. Kao C.VLi S.H.Chen Y.L.Chen S.S. Utilization of the metano-cyano complex tetracyanonickelate by Azotobacter vinelandii // Lett. Appl. Microbiol. 2005. V. 41. P. 216-220. DOI:10.1111/j.1472-765X.2005.01731.x
  56. Klebensberger J.Birkenmaier A.Geffers R.Kjelleberg S.Philipp B. SiaA and SiaD are essential for inducing autoaggregation as a specific response to detergent stress in Pseudomonas aeruginosa // Environ. Microbiol. 2009. V. 11. P. 3073-3086. DOI:10.1111/j.1462-2920.2009.02012.x
  57. Kloepper J.W. A review of mechanisms for plant growth promotion by PGPR // In: Sixth International PGPR Workshop. Calicut. India. 2003.
  58. Kloepper J.W.Rodriguez-Kabana R.Zehnder G.W.Murphy J.Sikora E.Fernandez C. Plant root-bacterial interactions in biological control of soilborne diseases and potential extens ion to systemic and foliar diseases // Austral. Plant Pathol. 1999. V. 28. P.27-33.
  59. Laus M.C.Logman T.J.Lamers G.E.van Brusel A.A.N.Carlson R.Kijne J.W. A novel polar surface polysaccharide from Rhizobium leguminosarum binds host plant lectin // Mol. Microbiol. 2006. V. 59. P. 1704–1713. DOI:10.1111/j.1365-2958.2006.05057.x
  60. Laus M.C.van Brussel A.A.N.Kijne J.W. Role of cellulose fibrils and exopolysaccharides of Rhizobium leguminosarum in attachment to and infection of Vicia sativa root hairs // Mol. Plant. Microbe Interact. 2005. V. 18. P. 533-538. DOI:10.1094/MPMI-18-0533
  61. Lerouge I.Vanderleyd J. O-antigen structural variation: mechanisms and possible roles in animal/plant microbe interactions en // FEMS Microbiol. Rev. 2002. V. 26. P. 17-47. DOI:10.1111/j.1574-6976.2002.tb00597.x
  62. Liu X.M.Zhang H. The effects of bacterial volatile emission on plant abiotic stress tolerans // Front Plant Sci. 2015. V. 6. P. 774. DOI:10.3389/fpls.2015.00774
  63. Lucy M.Reed E.Glick B.R. Application of free living plant growth-promoting rhizobacteria // Antonie van Leeuwenhoek. 2004. V. 86. P. 1-25.
  64. Malik A.Sakamoto M.Hanazaki S.Osawa M.Susuki T.Tochigi M.Kakii K. Coaggregation among nonfloculating bacteria isolated from activated sludge // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 6056-6064. DOI:10.1128/AEM.69.10.6056-6063.2003
  65. Mansfield J.Genin S.Magori S.Citovsky V.Sriariyanum M.et al. Top 10 plant pathogenic bacteria in molecular plant pathology // Mol. Plant Pathol. 2012. V. 13. P. 614-629. DOI:10.1111/j.1364-3703.2012.00804.x
  66. Markova Yu.A.Romanenko A.S.Shafikova T.N. Мechanisms of bacterial polyhostality // Jornal of Stress Physiology and Biochemistry. Rev. 2007. V. 3. P. 18.
  67. Martínez-Gil M.Ramos-González M.I.Espinosa-Urgel M. Roles of cyclic Di-GMP and the Gac system in transcriptional control of the genes coding for the Pseudomonas putida adhesins LapA and LapF //J. Bacteriol. – 2014. V. 196. P. 1484-1495. DOI:10.1128/JB.01287-13
  68. Mongiardini E.J.Ausmees N.Perez-Gimenez J. The rhizobial adhesion protein RapA1 is involved in adsorption of rhizobia to plant roots but not in nodulation // FEMS Microbiol Ecol. 2008. V. 65. P. 279-288. DOI:10.1111/j.1574-6941.2008.00467.x
  69. Mongiardini E.J.Perez-gimenez J.Althabegoiti M.J.Covelli J.Quelas J. I.Lopez-garcia S. L.Lodeiro A. Overproduction of the rhizobialadhesin RapA1 increases competitiveness for nodulation // Soil Biology and Biochemistry. 2009. V.41. P. 2017-2020. DOI:10.1016/j.soilbio.2009.07.016
  70. Naidu V.S.G.R.Panwar J.D.S.Annapurna K. Effect of synthetic auxins and Azorhizobium caulinodans on growth and yield of rice // Indian J Microbiol. 2004. V. 44. P. 211-213.
  71. Nicholson W.L. Roles of Bacillus endospores in the environment // Cell. Mol. Life Sci. 2002. V. 59. P. 410-416.
  72. Pena H.B.Reyes I. Nitrogen fixing bacteria and phosphate solubilizers isolated in lettuce (Lactuca sativa L.) and evaluated as plant growth promoters // Interciencia. 2007. V. 32. P. 560-565.
  73. Perez-Montano F.Alias-Villegas C.Bellogin R.A.del Cerro P. et al. Plant growth promotion in cereal and leguminous agricultural impotant plants: from microorganism capacities to crop production // Micribiol. Res. 2014. V. 169. P. 325-336. DOI:10.1016/j.micres.2013.09.011
  74. Perret X.Staehelin C.Broughton W.J. Molecular basis of symbiotic promiscuity // Microbiol. Mol.Biol. Rev. 2000. V. 64. P.180. DOI:10.1128/MMBR.64.1.180-201.2000
  75. Perrine F.M.Prayito J.Frank J.J.Dazzo BRolfe B.G. Rhizobium plasmids are involved in the inhibition or stimulation of rice growth and development // J. Plant Physiol. 2001. V. 28. P. 923-937. DOI:10.1071/PP01046
  76. Probanza A.Mateos J.Lucas Garcia J.Ramos B.de Felipe M.Gutierrez F. Effects of inoculation with PGPR Bacillus and Pisolithus tinctorius on Pinus pinea L. growthbacterial rhizosphere colonizationand mycorrhizal infection // Microb. Ecol. 2001. V. 41. P. 140-148. DOI:10.1007/s002480000081
  77. Quadt-Hallmann A.Hallmann J.Kloepper J.W. Bacterial endophytes in cotton: location and interaction with other plant-associated bacteria // J. Microbiol. 1997. V. 43. P. 254-259. DOI:10.1139/m97-035
  78. Recep K.Fikrettin S.Erkol D.Cafer E. Biological control of the potato dry rot caused by Fusarium species using PGPR strains // Biol Control. 2009. V.50. P. 194-198. DOI:10.1016/j.biocontrol.2009.04.004
  79. Rinaudi L.V.Giordano W. Analysis of the mucR gene regulating biosynthesis of exopolysaccharides: implications for biofilm formation in Sinorhizobium meliloti Rm1021 // FEMS Microbial. Lett. 2010. V. 304. P.1. DOI:10.1111/j.1574-6968.2009.01826.x
  80. Rodriguez-Navarro D.N.Dardanelli M.S.Ruiz-Sainz J.E. Attachment of bacteria to the roots of higher plants // FEMS Microbiol. Lett. 2007. V. 272. P. 127-131. DOI:10.1111/j.1574-6968.2007.00761.x
  81. Rudrappa T.Biedrzycki M.L.Bais H.P. Causes and consequences of plant-associated biofilms // FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 64. P. 153-166. DOI:10.1111/j.1574-6941.2008.00465.x
  82. Ryan P.R.Delhaize E. Function and mechanism of organic anion exudation from plant roots // Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. 2001. V. 52. Р. 527-560.
  83. Ryder C.Byrd M.Wozniak D.J. Role of exopolysaccharides in Pseudomonas aeruginosa biofilm development // Curr. Opin. Microbiol. 2007. V. 10. P. 644-648. DOI:10.1016/j.mib.2007.09.010
  84. Sabry S.R.S.Saleh S.A.Batchelor C.A.Jones J.Jotham J.Webster G.Kothari S.LDavey M.R.Cocking E.C. Endophytic establishment of Azorhizobium caulinodans in wheat // Proc. R. Soc. Lond. 1997. V. 264. P. 341-346. DOI:10.1098/rspb.1997.0049
  85. Smit G.Swart S.Lugtenberg B. J.Kijne J. W. Molecular mechanisms of attachment of Rhizobium bacteria to plant roots // Mol. Microbiol. 1992. V.6. P. 2897-2903.
  86. Sorroche F.G.Rinaudi L.V.Zorreguieta A.Giordano W.EPS II-dependent autoaggregation of Sinorhizobium meliloti planktonic cells // Curr. Microbiol. 2010. V. 61. P. 465-470.
  87. Spiers A.J.Rainey P.B. The Pseudomonas fluorescens SBW25 wrinkly spreader biofilm requires attachment factorcellulose fibre and LPS interactions to maintain strength and integrity // Microbiology. 2005. V. 151. P. 2829-2839. DOI:10.1099/mic.0.27984-0
  88. Stoodley P. Biofilms as complex differentiated communities / P. StoodleyK. SauerD.G. DaviesJ.W. Costerton // Annu. Rev. Microbiol. 2002. V. 56. P. 187–209. DOI:10.1146/annurev.micro.56.012302.160705
  89. Sutherland I.W. Biofilm exopolysaccharides: A strong and sticky framework // Microbiology. 2001. V. 147. P. 3–9. DOI:10.1099/00221287-147-1-3
  90. Townsend G.E.Keating D.H Identification and characterization of KpsSa novel polysaccharide sulphotransferase in Mesorhizobium loti // Mol. Microbiol. 2008. V. 68. P. 1149. DOI:10.1111/j.1365-2958.2008.06215.x
  91. Vanderlinde E.M.Muszynski A.Harrison J.J.Koval S.F.Foreman D.L.Ceri H.Kannenberg E.L.Carlson R.W.Yost C.K. Rhizobium leguminosarum biovar viciae 3841deficient in 27-hydroxyoctacosanoate-modified lipopolysaccharideis impaired in desiccation tolerancebiofilm formation and motility // Microbiology. 2009. V. 155. P. 3055-3069. DOI:10.1099/mic.0.025031-0
  92. Vaningelgem F.Zamfir M.Mozzi F.Adriany T.Vancanneyt M.Swings J.de Vuyst L. Biodiversity of exopolysaccharides produced by Streptococcus thermophilus strains is reflected in their production and their molecular and functional characteristics // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 900-912. DOI:10.1128/AEM.70.2.900-912.2004
  93. Yanni Y.G. The beneficial plant growth-promoting association of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii with rice roots // Functional Plant Biology. 2001. V. 28. P. 845-870. DOI:10.1071/PP01069
  94. Young C.S.Lethbridge G.Shaw L.J.Burns R.G. Survival of inoculated Bacillus cereus spores and vegetative cells in non-planted and rhizosphere soil // Soil Biol. Biochem. 1995. V. 27. P. 1017-1026. DOI: 10.1016/0038-0717(95)00030-I
Скачать pdf
наверх
eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197