eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197

Biomics

Архив номеров

Индексирование
  1. Главная
  2. →
  3. 2017
  4. →
  5. Том 9, № 1
  6. →
  7. Методы генетической трансформации хлопчатника

Методы генетической трансформации хлопчатника

Год: 2017

Страницы: 42-47

Номер: Том 9, № 1

Тип: научная статья

Рубрика: Статьи

Авторы: Головина В.Ю., Лаштабова Софья Владимировна, Михайлова Елена Владимировна, Кулуев Булат Разяпович

Скачать pdf

Аннотация:

Хлопчатник является одним из важнейших сельскохозяйственных растений в мире, и необходимость его возделывания в России не вызывает сомнения. Однако до сих пор одними лишь методами селекции не удается создать новые сорта этой культуры, способные давать урожаи на обширных территориях нашей страны. Поэтому является актуальным применение современных методов генной инженерии и геномного редактирования хлопчатника. Для успешного использования этих современных методов молекулярной биологии требуется разработка эффективных способов внедрения чужеродной ДНК в клетки хлопчатника и манипуляций в культуре клеток и тканей in vitro этого растения. Данная статья посвящена рассмотрению наиболее доступных и относительно легковоспроизводимых методов генетической трансформации хлопчатника. Для трансформации хлопчатника применяются различные технологии осуществляемые как in planta, так и in vitro. Наиболее простым в исполнении методом является агробактериальная трансформация хлопчатника “Pistil Drip”, которая не требует специального оборудования и наличия на этой стадии высококвалифицированных специалистов.

Ключевые слова:

хлопчатник, Gossypium, агробактериальная трансформация, баллистическая трансформация, in planta, in vitro, Pistil Drip, экспланты, эмбриогенный каллус

Библиографический список:

  1. Баймухаметова Э.А. Хлопчатник: особенности культуры, перспективы создания трансгенных отечественных сортов и их выращивания в России // Биомика. 2016. Т.8. С. 275–288.
  2. Aggarwal D., Kumar A., Reddy M. Agrobacterium tumefaciens mediated genetic transformation of selected elite clones of Eucalyptus tereticornis // Acta Physiol. Plant. 2011. V. 33. P. 1603–1611.
  3. Agrawal D., Banerjee A., Kolala R., Dhage A., Kulkarni A., Nalawade S., Hazra S., Krishnamurthy K. In vitro induction of multiple shoots and plant regeneration in cotton ( Gossypium hirsutum L.) // Plant Cell Rep. 1997. V. 16. P. 647–652.
  4. Aragão F., Vianna G., Carvalheira S., Rech E. Germ line genetic transformation in cotton (Gossypium hirsutum L.) by selection of transgenic meristematic cells with a herbicide molecule // Plant Sci. 2005. V. 168. P. 1227–1233.
  5. Banerjee A., Agrawal D., Nalawade S., Krishnamurthy K. Transient expression of β -glucuronidase in embryo axes of cotton by Agrobacterium and particle bombardment methods // Biol. Plant. 2002. V. 45. P. 359–365.
  6. Bazargani M., Tabatabaei B., Omidi M. Multiple shoot regeneration of cotton (Gossypium hirsutum L.) via shoot apex culture system // African J. Biotechnol. 2011. V. 10. P. 2005–2011.
  7. Bhuiyan M., Min S., Jeong W., Sultana S., Choi K., Lim Y., Song W., Lee Y., Liu J. An improved method for Agrobacterium - mediated genetic transformation from cotyledon explants of Brassica juncea // Plant Biotechnol. 2011. V. 28. P. 17–23.
  8. Dillen W., De Clercq J., Kapila J., Zambre M., Van Montagu M., Angenon G. The effect of temperature on Agrobacterium tumefaciens-mediated gene transfer to plants. // Plant J. 1997. V. 12. P. 1459–1463.
  9. Finer J., McMullen M. Transformation of cotton (Gossypium hirsutum L.) via particle bombardment // Plant Cell Rep. 1990. V. 8. P. 586–589.
  10. Jefferson R. Assaying chimeric genes in plants: the GUS gene fusion system // Plant Mol Biol Rep. 1987. V. 5. P. 387–405.
  11. Jin S., Zhang X., Liang S., Nie Y., Guo X., Huang C. Factors affecting transformation efficiency of embryogenic callus of upland cotton (Gossypium hirsutum) with Agrobacterium tumefaciens // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2005. V. 81. P. 229–237.
  12. Joubert P., Beaupere D., Lelievre P., Wadouachi A., Sangwan R., Sangwan-Norreel B. Effects of phenolic compounds on Agrobacterium vir-genes and gene transfer induction – a plausible molecular mechanism of phenol binding protein activation // Plant Sci. 2002. V. 162. P. 733–743.
  13. Hemphill J., Maier C., Chapman K. Rapid in vitro plant regeneration of cotton ( Gossypium hirsutum L.) // Plant Cell Rep. 1998. V. 17. P. 273–278.
  14. Kargiotidou A., Kappas L., Tsaftaris A., Galanopoulou D., Farmaki T. Cold acclimation and low temperature resistance in cotton: Gossypium hirsutum phospholipase Da isoforms are differently regulated by temperature and light // Journal of Experimental Botany. 2010. V. 61. P. 2991–3002.
  15. Keshamma E., Rohini S., Rao K., Madhusudhan B., Kumar M. Tissue culture in dependent in planta transformation strategy: an Agrobacterium tumefaciens-mediated gene transfer method to overcome recalcitrance in cotton (Gossypium hirsutum L.) // J. Cotton Sci. 2008. V. 12. P. 264–272.
  16. Kosugi S., Ohashi Y., Nakajima K., Arai Y. An improved assay for β-glucuronidase in transformed cells: methanol almost completely suppresses a putative endogenous β-glucuronidase activity // Plant Sci. 1990. V. 70. P. 133–140.
  17. Lai E-M., Shih H-W., Wen S-R., Cheng M-W., Hwang H-H., Chiu S-H. Proteomic analysis of Agrobacterium tumefaciens response to the vir-gene inducer acetosyringone // Proteomics. 2006. N. 6. P. 4130–4136.
  18. Mehrotra M., Sanyal I., Amla D. High efficiency Agrobacterium-mediated transformation of chickpea (Cicer arietinum L.) and regeneration of insect-resistant transgenic plants // Plant Cell Rep. 2011. V. 30. P. 1603–1616.
  19. Nair G., Lai X., Wise A., Rhee B., Jacobs M., Binns A. The integrity of the periplasmic domain of the VirA sensor kinase is critical for optimal coordination of the virulence signal response in Agrobacterium tumefaciens // J. Bacteriol. 2011. V. 193. P. 1436–1448.
  20. Rajasekaran K., Grula J., Hudspeth R., Pofelis S., Anderson D. Herbicide-resistant Acala and Coker cottons transformed with a native gene encoding mutant forms of acetohydroxy acid synthase // Mol. Breed. 1996. V. 2. P. 307–319.
  21. Rajasekaran K., Hudspeth R., Cary J., Anderson D., Cleveland T. High frequency stable transformation of cotton ( Gossypium hirsutum L.) by particle bombardment of embryogenic cell suspension cultures // Plant Cell Rep. 2000. V. 19. P. 539–545.
  22. Rajasekaran K. Biolistic transformation of cotton zygotic embryo meristem // Transgenic cotton. Methods and Protocols. 2013. V.958. P. 47–58.
  23. Rajasekaran K. Biolistic transformation of cotton embryogenic cell suspension cultures // Transgenic cotton. Methods and Protocols. 2013. V.958. P. 59–70.
  24. Rashid H., Chaudhry Z., Khan M. Effect of explant plant source and acetosyringone concentration on transformation efficiency of wheat cultivars // Afr. J. Biotechnol. 2011. V. 10. P. 8737–8740.
  25. Rech E., Vianna G., Aragao F. High-efficiency transformation by biolistics of soybean, common bean and cotton transgenic plants // Nature Protoc. 2008. V. 3. P. 410–418.
  26. Stachel S., Messens E., Vanmontagu M., Zambryski P. Identification of the signal molecules produced by wounded plant cells that activate T-DNA transfer in Agrobacterium tumefaciens // Nature. 1985. V. 318. P. 624–629.
  27. Sunilkumar G., Rathore K. Transgenic cotton: factors influencing Agrobacterium-mediated transformation and regeneration // Mol. Breed. 2001. V. 8. P. 37–52.
  28. Uranbey S., Sevimay C., Kaya M., Ipek A., Sancak C., Basalma D., Er C., Ozcan S. Influence of different co-cultivation temperatures, periods and media on Agrobacterium tumefaciens-mediated gene transfer // Biol Plant. 2005. V. 49. P. 53–57.
  29. Wang B., Liu L., Wang X., Yang J., Sun Z., Zhang N., Gao S., Xing X., Peng D. Transgenic ramie (Boehmeria nive L. Gaud.): factors affecting the efficiency of Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation and regeneration // Plant Cell Rep. 2009. V. 28. P. 1319–1327.
  30. Wang M., Zhang B., Wang Q. Cotton Transformation via Pollen Tube pathway // Transgenic cotton. Methods and Protocols. 2013. V.958. P. 71–78.
  31. Wu S-J., Wang H-H., Li F-F., Chen T-Z., Zhang J., Jiang Y-J., Ding Y., Guo W-Z., Zhang T-Z. Enhanced Agrobacterium-mediated transformation of embryogenic calli of upland cotton via efficient selection and timely subculture of somatic embryos // Plant Mol. Biol. Rep. 2008. V. 26. P. 174–185.
  32. Yazdanpanah F., Tohidfar M., Ashari M., Ghareyazi B., Jashni M., Mosavi M. Enhanced insect resistance to boll worm (Helicoverpa armigera) in cotton. Containing a synthetic cry1Ab gene // Indian Journal of Biotechnology. 2009. V. 8. P. 72–77.
  33. Zhang B. Agrobacterium-mediated transformation of cotton // Transgenic cotton. Methods and Protocols. 2013. V.958. P. 31–46.
  34. Zhang B-H., Liu F., Liu Z-H., Wang H-M., Yao C-B. Effects of kanamycin on tissue culture and somatic embryogenesis in cotton // Plant Growth Regul. 2001. V. 33. P. 137–149.
  35. Zhang T., Chen T. Cotton Pistil Drip transformation method // Methods in Molecular Biology. 2012. V. 847. P. 237–244.
Скачать pdf
наверх
eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197