Biomics

ДНК известна уже более 150 лет, и за это время разработано множество методов выделения данного биополимера из разных источников. При этом подавляющее большинство методов выделения ДНК предполагает ее осаждение из водно-солевых растворов, в которых ДНК окружена полярными молекулами воды, положительно заряженная часть диполя которых взаимодействует с отрицательно заряженными фосфатными группами ДНК, способствуя ее растворимости. Наиболее часто используемыми осадителями ДНК служат этанол и изопропанол, которые не взаимодействуют с полярными группами нуклеиновых кислот так же сильно, как вода, что вкупе с частичной нейтрализацией заряда солями ведет к снижению растворимости ДНК и ее преципитации. Поскольку ДНК за счет остатков фосфорной кислоты является полианионом, то нейтрализация ее заряда с помощью поликатионов, которыми служат различные соединения, среди которых спермидин, спермин, хлорид гексаамминкобальта, полиэтиленимин и другие, ведет к компактизации и агрегации ДНК, приводя к осаждению. Аналогичные процессы, ведущие к снижению растворимости ДНК, вплоть до образования осадка, вызываются такими соединениями как высокомолекулярные полиэтиленгликоль, поливинипирролидон, фиколл. Причем неспиртовое осаждение / переосаждение ДНК весьма востребовано в случаях, когда необходимо сменить буфер или избавиться от ингредиентов предыдущей ферментативной реакции, но добавление спирта не может быть произведено. Показателем чистоты выделенных препаратов долгое время служило определение фосфора, содержание которого в идеальном случае должно составлять 9.3%. Позже для определения чистоты выделенной ДНК в обиход вошло измерение оптической плотности и показателей A₂₆₀/A₂₈₀ и A₂₆₀/A₂₃₀, свидетельствующих о степени загрязнения препаратов белками и полисахаридами, соответственно. В последней четверти прошлого столетия возникла необходимость контролировать с помощью гель-электрофореза размер выделяемой ДНК. При этом важен не только максимальный размер, но и гомогенность препарата ДНК, подразумевающая отсутствие в нем множества коротких фрагментов, которые могут мешать проведению некоторых экспериментов, включая методы мономолекулярного секвенирования ДНК, рассчитанные на длинные и ультрадлинные прочтения. И в таких случаях возможно фракционирование молекул ДНК по размеру путем простого их переосаждения под действием агентов неспиртовой природы, добиваясь первоочередного осаждения высокомолекулярной ДНК.

выделение ДНК, осаждение ДНК, фракционирование ДНК, высокомолекулярная ДНК

1. Гарафутдинов Р.Р., Сахабутдинова А.Р., Чемерис Д.А. и др. Энхансеры ПЦР. IV. Амплификация GC-богатых матриц. Biomics. 2025. 17(2). 182-192. doi: 10.31301/2221-6197.bmcs.2025-14
2. Гарафутдинов Р.Р., Чемерис А.В. «Российский след» в ранних исследованиях нуклеиновых кислот. Biomics. 2019. 11(3). 266-281. doi: 31301/2221-6197.bmcs.2019-25
3. Гарафутдинов Р.Р., Чемерис Д.А., Сахабутдинова А.Р. Энхансеры ПЦР. II. Химические и биологические вещества. Biomics. 2025а. 17(2). 157-169. doi: 10.31301/2221-6197.bmcs.2025-12
4. Зубов В.В., Чемерис Д.А., Сахабутдинова А.Р. и др. Энхансеры ПЦР. III. Амплификация длинных матриц. Biomics. 2025. 17(2). 170-181. doi: 10.31301/2221-6197.bmcs.2025-13
5. Altmann R. Über Nucleinsäuren. Archiv für Anatomie und Physiologie. 5-6. 524–536.
6. Arscott PG, Li AZ, Bloomfield VA. Condensation of DNA by trivalent cations. 1. Effects of DNA length and topology on the size and shape of condensed particles. Biopolymers. 1990. 30(5-6). 619-630. doi: 10.1002/bip.360300514
7. Arscott PG, Ma C, Wenner JR et al. DNA condensation by cobalt hexaammine (III) in alcohol-water mixtures: dielectric constant and other solvent effects. Biopolymers. 1995. 36(3). 345-364. doi: 10.1002/bip.360360309
8. Astbury WT, Bell FO. X-Ray study of thymonucleic acid. 1938. 141. 747–748. doi: 10.1038/141747b0
9. Atkinson A, Jack GW. Precipitation of nucleic acids with polyethyleneimine and the chromatography of nucleic acids and proteins on immobilised polyethyleneimine. Biochim Biophys Acta. 1973. 308(7). 41-52. doi: 10.1016/0005-2787(73)90120-2
10. Avery OT, MacLeod CM, McCarty M. Studies of the chemical nature of the substance inducing transformation of pneumococcal types. Induction of transformation by a desoxyribonucleic acid fraction isolated from Pneumococcus Type III. Exp. Med. 1944. 79(2). 137–158. doi: 10.1084/jem.79.2.137
11. Blin N, Stafford DW. A general method for isolation of high molecular weight DNA from eukaryotes. Nucleic Acids Res. 1976. 3(9). 2303-2308. doi: 10.1093/nar/3.9.2303
12. Cahyani I, Tyson J, Holmes N et al. An optimized toolkit for high-molecular-weight DNA extraction and ultra-long-read nanopore sequencing using glass beads and hexamminecobalt(III) chloride. Genome Res. 35(5). 1154-1166. doi: 10.1101/gr.279943.124
13. Chargaff E, Lipshitz R, Green C et al. The composition of the deoxyribonucleic acid of salmon sperm. J Biol Chem. 1951. 192(1). 223-230.
14. Cohen SS. Streptomycin and desoxyribonuclease in the study of variations in the properties of a bacterial virus. J Biol Chem. 1947. 168(2). 511-526.
15. Cohen SS, Lichtenstein J. The isolation of deoxyribonucleic acid from bacterial extracts by precipitation with streptomycin. J Biol Chem. 1960. 235. PC55-PC56.
16. Cordes RM, Sims WB, Glatz CE. Precipitation of nucleic acids with poly(ethyleneimine). Biotechnol Prog. 1990. 6(4). 283-285. doi: 10.1021/bp00004a009
17. Deng H, Bloomfield VA. Structural effects of cobalt-amine compounds on DNA condensation. Biophys J. 77(3). 1556-1561. doi: 10.1016/S0006-3495(99)77003-7
18. Graham DE. The isolation of high molecular weight DNA from whole organisms or large tissue masses. Anal Biochem. 1978. 85(2). 609-613. doi: 10.1016/0003-2697(78)90262-2
19. Granell A, Flores R, Conejero V. Fractionation with ethanol of nucleic acids from viroid-infected plants. Anal Biochem. 1983. 134(2). 479-482. doi: 10.1016/0003-2697(83)90326-3
20. Gross-Bellard M, Oudet P, Chambon P. Isolation of high-molecular-weight DNA from mammalian cells. Eur J Biochem. 36(1). 32-38. doi: 10.1111/j.1432-1033.1973.tb02881.x
21. Guinn G. Extraction of nucleic acids from lyophilized plant material. Plant Physiol. 41(4). 689-695. doi: 10.1104/pp.41.4.689
22. Hänni C, Brousseau T, Laudet V et al. Isopropanol precipitation removes PCR inhibitors from ancient bone extracts. Nucleic Acids Res. 1995. 23(5). 881-882. doi: 10.1093/nar/23.5.881
23. He W, Qiu X, Kirmizialtin S. Sequence-Dependent Orientational Coupling and Electrostatic Attraction in Cation-Mediated DNA-DNA Interactions. J Chem Theory Comput. 2023. 19(19). 6827-6838. doi: 10.1021/acs.jctc.3c00520
24. Hoopes BC, McClure WR. Studies on the selectivity of DNA precipitation by spermine. Nucleic Acids Res. 1981. 9(20). 5493-5504. doi: 10.1093/nar/9.20.5493
25. Humphreys GO, Willshaw GA, Anderson ES. A simple method for the preparation of large quantities of pure plasmid DNA. Biochim Biophys Acta. 1975. 383(4). 457-463. doi: 10.1016/0005-2787(75)90318-4
26. Jadhav KP, Ranjani RV, Senthil N. Chemistry of plant genomic DNA extraction protocols. Bioinfolet. 2015. 12(3). 543-548.
27. Jones AS. The isolation of bacterial nucleic acids using cetyltrimethylammonium bromide (cetavlon). Biochim Biophys Acta. 1953. 10(4). 607-612. doi: 10.1016/0006-3002(53)90304-7
28. Kankia BI, Buckin V, Bloomfield VA. Hexamminecobalt(III)-induced condensation of calf thymus DNA: circular dichroism and hydration measurements. Nucleic Acids Res. 2001. 29(13). 2795-2801. doi: 10.1093/nar/29.13.2795
29. Kirby KS. A new method for the isolation of deoxyribonucleic acids; evidence on the nature of bonds between deoxyribonucleic acid and protein. Biochem J. 66(3). 495-504. doi: 10.1042/bj0660495
30. Kirby KS, Fox-Carter E, Guest M. Isolation of deoxyribonucleic acid and ribosomal ribonucleic acid from bacteria. Biochem J. 104(1). 258-262. doi: 10.1042/bj1040258
31. Kirby KS, Cook EA. Isolation of deoxyribonucleic acid from mammalian tissues. Biochem J. 104(1). 254-257. doi: 10.1042/bj1040254
32. Krawetz SA, States JC, Dixon GH. Isolation and fractionation of total nucleic acids from tissues and cells. J Biochem Biophys Methods. 1986. 12(1-2). 29-36. doi: 10.1016/0165-022x(86)90048-5
33. Lander RJ, Winters MA, Meacle FJ et al. Fractional precipitation of plasmid DNA from lysate by CTAB. Biotechnol Bioeng. 2002. 79(7). 776-784. doi: 10.1002/bit.10335
34. Levene PA. On the preparation of nucleic acids. Am. Chem. Soc. 1900. 22(6). 329–331. doi: 10.1021/ja02044a003
35. Levene PA. On the biochemistry of nucleic acids. Am. Chem. Soc. 1910. 32(2). 231–240. doi: 10.1021/ja01920a010
36. Levene PA, London EJ. On the structure of thymonucleic acid. Science. 1928. 68(1771). 572-573. doi: 10.1126/science.68.1771.572-a
37. Levene PA, London ES. Guaninedesoxypentoside from thymus nucleic acid. Biol. Chem. 1929. 81. 711-712.
38. Levene PA, London ES. The structure of thymonucleic acid. Biol. Chem. 1929a. 83. 793-802.
39. Li Y, Chen S, Liu N et al. A systematic investigation of key factors of nucleic acid precipitation toward optimized DNA/RNA isolation. Biotechniques. 2020. 68(4). 191-199. doi: 10.2144/btn-2019-0109
40. Liang J, Niu Q, Xu X et al. Effective elimination of nucleic acids from bacterial protein samples for optimized blue native polyacrylamide gel electrophoresis. Electrophoresis. 2009. 30(14). 2454-2459. doi: 10.1002/elps.200900026
41. Lis JT. Fractionation of DNA fragments by polyethylene glycol induced precipitation. Methods Enzymol. 1980. 65. 347-353. doi: 10.1016/s0076-6879(80)65044-7
42. Lis JT, Schleif R. Size fractionation of double-stranded DNA by precipitation with polyethylene glycol. Nucleic Acids Res. 1975. 2(3). 383-389. doi: 10.1093/nar/2.3.383
43. Liu K, Kilburn JD. Rapid precipitation-driven kilobas size slection of HMW DNA. PCT Patent WO 2021/119425 A1, 17 June 2021.
44. Loeb JE, Chauveau J. Preparation de DNA par filtration sur gel D'agarose. Biochim Biophys Acta. 1969. 182(1). 225-234. doi: 10.1016/0005-2787(69)90537-1
45. Manning K. Isolation of nucleic acids from plants by differential solvent precipitation. Anal Biochem. 1991. 195(1). 45-50. doi: 10.1016/0003-2697(91)90292-2
46. Marmur J. A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from micro-organisms. Journal of Molecular Biology. 3. 208-218. doi: 10.1016/S0022-2836(61)80047-8
47. McCormick JJ, Larson LJ, Maher VM. Problems in the extraction DNA when utilizing pancreatic RNAase and pronase. Biochim Biophys Acta. 349(2). 145-147. doi: 10.1016/0005-2787(74)90075-6
48. Miescher F. Ueber die chemische Zusammensetzung der Eiterzellen. Medicinisch-chemische Untersuchungen. 1871. V.4. P. 441–460.
49. Miescher F. Die Spermatozoen einiger Wirbeltiere. Ein Beitrag zur Histochemie. Verhandlungen der naturforschenden Gesellschaft in Basel VI. 138–208.
50. Mori Y, Hirano T, Notomi T. Sequence specific visual detection of LAMP reactions by addition of cationic polymers. BMC Biotechnol. 2006. 6. 3. doi: 10.1186/1472-6750-6-3
51. Moskowitz M. Differences in precipitability of nucleic acids with streptomycin and dihydrostreptomycin. Nature. 1963. 200. 335-337. doi: 10.1038/200335a0
52. Murphy JC, Wibbenmeyer JA, Fox GE et al. Purification of plasmid DNA using selective precipitation by compaction agents. Nat Biotechnol. 1999. 17(8). 822-823. doi: 10.1038/11777
53. Murray MG, Thompson WF. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Res. 1980. 8(19). 4321-4325. doi: 10.1093/nar/8.19.4321
54. Oda Y, Sadakane K, Yoshikawa Y et al. Highly Concentrated Ethanol Solutions: Good Solvents for DNA as Revealed by Single-Molecule Observation. Chemphyschem. 2016. 17(4). 471-473. doi: 10.1002/cphc.201500988
55. Paithankar KR, Prasad KS. Precipitation of DNA by polyethylene glycol and ethanol. Nucleic Acids Res. 1991. 19(6). 1346. doi: 10.1093/nar/19.6.1346
56. Razin S, Rozansky R. Mechanism of the antibacterial action of spermine. Arch Biochem Biophys. 1959. 81(1). 36-54. doi: 10.1016/0003-9861(59)90173-0
57. Sanger F, Coulson AR, Hong GF et al. Nucleotide sequence of bacteriophage lambda DNA. J Mol Biol. 1982. 162(4). 729-773. doi: 10.1016/0022-2836(82)90546-0
58. Sevag MG, Lackman DB, Smolens J. The isolation of the components of streptococcal nucleoproteins in serologically active form. Journal of Biological Chemistry. 1938. 124(2). 425-436. doi: 10.1016/S0021-9258(18)74048-9
59. Signer R, Caspersson T, Hammarsten E. Molecular shape of thymonucleic acid. Nature. 1938. 141. 122. doi: 10.1038/141122a0
60. Skinner DM, Triplett LL. The selective loss of DNA satellites on deproteinization with phenol. Biochem Biophys Res Commun. 28(6). 892-897. doi: 10.1016/0006-291x(67)90062-9
61. Stafford DW, Bieber D. Concentration of DNA solutions by extraction with 2-butanol. Biochim Biophys Acta. 1975. 378(1). 18-21. doi: 10.1016/0005-2787(75)90132-x
62. Staub U, Polivka H, Gross HJ. Two rapid microscale procedures for isolation of total RNA from leaves rich in polyphenols and polysaccharides: application for sensitive detection of grapevine viroids. J Virol Methods. 1995. 52(1-2). 209-218. doi: 10.1016/0166-0934(94)00165-d
63. Stulnig TM, Amberger A. Exposing contaminating phenol in nucleic acid preparations. Biotechniques. 1994. 16(3). 402-404.
64. Surzycki S. General aspects of DNA isolation and purification. In: Basic Techniques in Molecular Biology. Springer Lab Manuals. Springer, Berlin, Heidelberg. 2000. 1-32. doi: 10.1007/978-3-642-56968-5_1
65. ten Lohuis MR, Meyer A, Meyer P. An improved method for the isolation of high molecular weight > 300 kb plant DNA in liquid phase. Biotechniques. 1993. 14(6). 890-892.
66. Thess A, Hoerr I, Panah BY et al. Historic nucleic acids isolated by Friedrich Miescher contain RNA besides DNA. Biol Chem. 2021. 402(10). 1179-1185. doi: 10.1515/hsz-2021-0226
67. Wallace DM. Precipitation of nucleic acids. Methods Enzymol. 1987. 152. 41-48. doi: 10.1016/0076-6879(87)52008-0
68. Warburg O, Christian W. Isolation and Crystallization of Enolase. Biochemische Zeitschrift. 1942. 310(6). 384-421.
69. Widom J, Baldwin RL. Cation-induced toroidal condensation of DNA studies with Co³⁺(NH₃)₆. J Mol Biol. 144(4). 431-453. doi: 10.1016/0022-2836(80)90330-7
70. Yolles RS, Freeman G. Studies on the deproteinization of DNA. Biochim Biophys Acta. 1967. 138(3). 506-512. doi: 10.1016/0005-2787(67)90547-3