Biomics

Мы сообщаем о выделении и характеристике штамма Rhodopseudomonas sp. RCAM05734 из верхнего горизонта голоценовой вечной мерзлоты на южном побережье Ис-фьорда, Шпицберген. Штамм был выделен на R2A при 5°C и секвенирован с использованием Oxford Nanopore long reads; при сборке была получена единственная кольцевая хромосома размером 6,65 Мб (GC 63,9%), кодирующая 6183 предсказанных белка и 65 генов РНК (GenBank CP199742; SRA SRS26238712). Хотя ген 16S рРНК демонстрирует высокое сходство (98%) с несколькими типовыми штаммами Rhodopseudomonas, средние значения идентичности нуклеотидов (78-80%) указывают на то, что RCAM05734 отличается на геномном уровне и может представлять новый вид. Геном содержит три локуса fix и почти полный набор генов nif, что соответствует потенциалу азотфиксации в микроаэробных условиях. Также были идентифицированы гены, участвующие в функциях, связанных с растениями (acdS/acdR, iaaM/iaaH), многочисленные белки холодового шока и дополнительные регуляторные локусы nod. RCAM05734 кодирует обширные пути катаболизма ароматических соединений, включая как катехиновую, так и протокатехиновую ветви β‑кетоадипатного пути и ферменты мета‑расщепления. Фенотипическое профилирование (Biolog GEN III) выявило использование различных моно‑ и дисахаридов и отдельных карбоновых кислот, ограниченную галотолерантность (рост при 1% NaCl) и активность при умеренно кислом рН. В совокупности геномные и физиологические данные свидетельствуют о том, что RCAM05734 обладает метаболической универсальностью, необходимой для круговорота углерода и азота, устойчивости к стрессам и потенциального стимулирования роста растений в холодных арктических условиях.

Rhodopseudomonas sp., вечная мерзлота, фенотипическе профилирование, Oxford Nanopore секвенирование с длинными прочтениями

1. Altschul SF, Gish W, Miller W et al. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 215(3). 403–410. doi: 10.1016/S0022-2836(05)80360-2
2. De Coster W, D’Hert S, Schultz DT et al. NanoPack: visualizing and processing long-read sequencing data. Bioinformatics. 2018. 34(15). 2666–2669. doi: 10.1093/bioinformatics/bty149
3. Descamps S, Aars J, Fuglei E et al. Climate change impacts on wildlife in a High Arctic archipelago – Svalbard, Norway. Change Biol. 2017. 23(2). 490–502. doi: 10.1111/gcb.13381
4. Do Thi P, Pham BY, Le Dam BL et al. Evaluating the sulfur oxidation capability of a Rhodopseudomonas palustris strain by gene and enzyme analyses for potential applications in environmental bioremediation. VNU J Sci: Earth Environ Sci. 2024. 40(1S). doi: 10.25073/2588-1094/vnuees.5194
5. Elvevold S, Dallmann W, Blomeier M. Geology of Svalbard. 2007. 36 p.
6. Ernakovich JG, Barbato RA, Rich VI et al. Microbiome assembly in thawing permafrost and its feedbacks to climate. Change Biol. 2022. 28(17). 5007–5026. doi: 10.1111/gcb.16231
7. Gallagher BM, Morrison HM, Bose A. Reductive evolution and genomic reduction in Rhodopseudomonas. Environ. Microbiol. 2025. 91(8). e00445-25. doi: 10.1128/aem.00445-25
8. Gurevich A, Saveliev V, Vyahhi N et al. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies. Bioinformatics. 29(8). 1072-1075. doi: 10.1093/bioinformatics/btt086
9. Guro P, Karaevskaya E, Karlov D et al. Complete Genome Sequence of Rhodopseudomonas Strain P2A-2r, Isolated from Arctic Soil. Microbiol. Resour. Announc. 2023. 12(3). e00013-23. doi: 10.1128/mra.00013-23
10. Hiraishi A, Ueda Y. Rhodoplanes nov., a new genus of phototrophic bacteria including Rhodopseudomonas rosea as Rhodoplanes roseus comb. nov. and Rhodoplanes elegans sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1994. 44(4). 665–673. doi: 10.1099/00207713-44-4-665
11. Kolmogorov M, Yuan J, Lin Y et al. Assembly of long, error-prone reads using repeat graphs. Biotechnol. 2019. 37(5). 540–546. doi: 10.1038/s41587-019-0072-8
12. Lee I, Ouk Kim Y, Park SC et al. OrthoANI: an improved algorithm and software for calculating average nucleotide identity. J. Syst. Evol. Microbiol. 2016. 66(2). 1100–1103. doi: 10.1099/ijsem.0.000760
13. Li M, Ning P, Sun Y et al. Characteristics and application of Rhodopseudomonas palustris as a microbial cell factory. Bioeng. Biotechnol. 2022. 10. 897003. doi: 10.3389/fbioe.2022.897003
14. Mutharasaiah K, Govindareddy V, Chandrakant K. Biodegradation of 2-chlorophenol by Rhodopseudomonas palustris. Bioremediation J. 2012. 16(1). 1–8. doi: 10.1080/10889868.2011.628348
15. Osokin NI, Sosnovskiy AV, Nakalov PR et al. Climate change and dynamics of permafrost soils on the Spitsbergen archipelago. Led i Sneg. 2012. 52(2). 115–120. (In Russian)
16. Pfennig N. Rhodopseudomonas acidophila, sp. n., a New Species of the Budding Purple Nonsulfur Bacteria. J Bacteriol. 1969. 99(2). 597–602. doi: 10.1128/jb.99.2.597-602.1969
17. Ramana VV, Chakravarthy SK, Raj PS et al. Descriptions of Rhodopseudomonas parapalustris nov., Rhodopseudomonas harwoodiae sp. nov. and Rhodopseudomonas pseudopalustris sp. nov., and emended description of Rhodopseudomonas palustris. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. 62(8). 1790–1798. doi: 10.1099/ijs.0.026815-0
18. Seemann T. Prokka: rapid prokaryotic genome annotation. Bioinformatics. 2014. 30(14). 2068–2069. doi: 10.1093/bioinformatics/btu153
19. Spolaor A, Scoto F, Larose C et al. Climate change is rapidly deteriorating the climatic signal in Svalbard glaciers. The Cryosphere. 2024. 18(1). 307–320. doi: 10.5194/tc-18-307-2024
20. Tamura K, Stecher G, Kumar S. MEGA11: molecular evolutionary genetics analysis version 11. Biol. Evol. 2021. 38(7). 3022-3027. doi: 10.1093/molbev/msab120