Локализация и синтез липид-траспортирующих белков у растений гороха, обработанных штаммом рост стимулирующих бактерий, и их роль в формировании поясков Каспари и регуляции гидравлической проводимости
03.03.2023
Авторы:
Название:
Локализация и синтез липид-траспортирующих белков у растений гороха, обработанных штаммом рост стимулирующих бактерий, и их роль в формировании поясков Каспари и регуляции гидравлической проводимости
Страницы:
7-18
Присутствие в ризосфере рост-стимулирующих бактерий положительно влияет на рост растений и повышает их продуктивность как в благоприятных, так и в стрессовых условиях. Несмотря на то, что различным механизмам действия рост-стимулирующих бактерий на растения уделяется много внимания, аспект действия бактерий на изменения в формировании апопластных барьеров и их влияние на транспорт воды остается почти неизученным. Ранее было показано, что штамм Pseudomonas mandelii IB-Ki14 ускорял образование поясков Каспари у растений пшеницы, хотя участие в этом процессе ЛТБ (липид-траспортирующие белки) не изучалось. Целью настоящего исследования было выяснить влияние бактериальной инокуляции на синтез ЛТБ в корнях растений гороха (Pisum sativum) и его связь с образованием апопластных барьеров и гидравлической проводимостью. Мы стремились проверить гипотезу о том, что снижение гидравлической проводимости из-за усиленного образования апопластных барьеров может быть компенсировано повышенной активностью водных каналов аквапоринов. Была обнаружена активация генов, кодирующих PsLTP, и увеличение количества липид-транспортирующих белков во флоэме корней гороха, вызванное обработкой P. mandelii IB-Ki14. Инокуляция сопровождалась усилением отложения суберина в поясках Каспари, при этом гидравлическая проводимость не снижалась. Применение реактива Фентона, являющегося ингибитором аквапоринов, показало, что в большей степени снижалась гидравлическая проводимость обработанных бактериями растений по сравнению с контрольной группой, что свидетельствует об увеличении активности аквапоринов под влиянием бактерий. Таким образом, P. mandelii IB-Ki14 стимулирует отложение суберина, в биосинтезе которого участвуют липид-транспортирующие белки, и повышает активность аквапоринов, что, в свою очередь, предотвращает возможное снижение гидравлической проводимости за счет образования апопластных барьеров в корнях гороха.
- Akhiyarova G.R., Finkina E.I., Ovchinnikova T.N., Veselov D.S., Kudoyarova G.R. Role of pea LTPs and abscisic acid in salt-stressed roots // Biomolecules. 2020. V.10(1). 15. doi:10.3390/biom10010015 2. Akhiyarova G.R., Ivanov R.S., Ivanov I.I., Finkina E.I., Melnikova D.N., Bogdanov I.V., Nuzhnaya T.V., Ovchinnikova T.V., Veselov D.S., Kudoyarova G.R. Effects of salinity and abscisic acid on lipid transfer protein accumulation, suberin deposition and hydraulic conductance in pea roots // Membranes. 2021. V.11. 762. doi:10.3390/membranes11100762 3. Aroca R., Porcel R., Ruiz-Lozano J.M. Regulation of root water uptake under abiotic stress conditions // Journal of Experimental Botany. 2012. V.1(63). P.43–57. doi:10.1093/jxb/err266 4. Backer R., Rokem J.S., Ilangumaran G., Lamont J., Praslickova D., Ricci E., Subramanian S., Smith D.L. Plant growth- promoting rhizobacteria: context, mechanisms of action, and roadmap to commercialization of biostimulants for sustainable agriculture // Frontiers in Plant Science. 2018. V.9. 1473. doi:10.3389/fpls.2018.01473 5. Benning U.F., Tamot B., Guelette B.S., Hoffmann-Benning S. New aspects of phloem-mediated long-distance lipid signaling in plants // Frontiers in Plant Science. 2012. V.3 P.53. doi:10.3389/fpls.2012.00053 6. Boursiac Y., Protto V., Rishmawi L., Maurel C. Experimental and conceptual approaches to root water transport // Plant and Soil. 2022. V.478(1-2). P.349-370. 10.1007/s11104-022-05427-z 7. Bunce J.A., Ziska L.H. Decreased hydraulic conductance in plants at elevated carbon dioxide // Plant Cell Environ. 1998. V.21. P.121–126. doi:10.1046/j.1365-3040.1998.00256.x 8. Cui B., Liu R., Flowers T.J., Song J. Casparian bands and suberin lamellae: Key targets for breeding salt tolerant crops? // Environmental and Experimental Botany. 2021. V.191. 104600. doi:10.1016/j.envexpbot.2021.104600 9. Edqvist J., Blomqvist K., Nieuwland J., Salminen T.A. Plant lipid transfer proteins: Are we finally closing in on the roles of these enigmatic proteins? // J. Lipid Res. 2018. V.59. P.1374–1380. doi:10.1194/jlr.R083139 10. Efetova M., Zeier J., Riederer M., Lee C.W., Stingl N., Mueller M., Hartung W., Hedrich R., Deeken R. A central role of abscisic acid in drought stress protection of Agrobacterium-induced tumors on Arabidopsis // Plant Physiology. 2007. V.145(3). P.853–862. doi:10.1104/pp.107.104851 11. Finkina E.I., Melnikova D.N., Bogdanov I.V., Ovchinnikova T.V. Lipid transfer proteins as components of the plant innate immune system: Structure, functions, and applications // Acta Naturae. 2016. V.8. P.47–61. doi:10.32607/20758251-2016-8-2-47-61 12. Flexas J., Carriquí M., Nadal M. Gas exchange and hydraulics during drought in crops: who drives whom? // Journal of Experimental Botany. 2018. V.69(16). P.3791–3795. doi:10.1093/jxb/ery235 13. Fonseca-García C., Solis-Miranda J., Pacheco R., Quinto C. Non-specific lipid transfer proteins in legumes and their participation during root-nodule symbiosis // Frontiers in Agronomy. 2021. V.3. 660100. doi:10.3389/fagro.2021.660100 14. Gao S., Guo W., Feng W., Liu L., Song X., Chen J., Hou W., Zhu H., Tang S., Hu J. LTP3 contributes to disease susceptibility in Arabidopsis by enhancing abscisic acid (ABA) biosynthesis // Molecular Plant Pathology. 2016. V.17. P.412–426. doi:10.1111/mpp.12290 15. Gao H., Ma K., Ji G., Pan L., Zhou Q. Lipid transfer proteins involved in plant–pathogen interactions and their molecular mechanisms // Molecular Plant Pathology. 2022. V.23. P.1815-1829. doi:10.1111/mpp.13264 16. Gonzalez-Klein Z.; Cuevas-Zuviria B.; Wangorsch A., Hernandez-Ramirez G., Pazos-Castro D., Oeo-Santos C., Romero-Sahagun A., Pacios L.F., Tome-Amat J., Scheurer S., Diaz-Perales A., Garrido-Arandia M. The key to the allergenicity of lipid transfer protein (LTP) ligands: A structural characterization // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. 2021. V.1866. 158928. doi:10.1016/j.bbalip.2021.158928 17. Henzler T.Ye., Steudle Q.E. Oxidative gating of water channels (aquaporins) in Chara by hydroxyl radicals // Plant, Cell and Environment. 2004. V.27(9). P.1184-1195. doi:10.1111/j.1365-3040.2004.01226.x 18. Kaluarachchi M., Boulangé C.L., Karaman I., Lindon J.C., Ebbels T.M.D., Elliott P., Tracy R.P., Olson N.C. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted 1H NMR spectroscopy and UPLC-MS // Metabolomics. 2018. V.14(3). P.32. doi:10.1007/s11306-018-1332-1 19. Kudoyarova G., Arkhipova T., Korshunova T., Bakaeva M., Loginov O., Dodd I.C. Phytohormone mediation of interactions between plants and non-symbiotic growth promoting bacteria under edaphic stresses // Frontiers in Plant Science. 2019. V.10. 1368. doi:10.3389/fpls.2019.01368 20. Lawson T., Vialet-Chabrand S. Speedy stomata, photosynthesis and plant water use efficiency // New Phytologist. 2019. V.221. P.93-98. doi:10.1111/nph.15330 21. Lee S.B., Go Y.S., Bae H.J., Park J.H., Cho S.H., Cho H.J., Lee D.S., Park O.K., Hwang I., Suh M.C. Disruption of glycosylphosphatidylinositol-anchored lipid transfer protein gene altered cuticular lipid composition, increased plastoglobules, and enhanced susceptibility to infection by the fungal pathogen Alternaria brassicicola // Plant Physiology. 2009. V.150(1). P.42–54. doi:10.1104/pp.109.137745 22. Lee M.-H., Jeon H.S., Kim S.H., Chung J.H., Roppolo D., Lee H.-J., Cho H.J., Tobimatsu Y., Ralph J., Park O.K. Lignin based barrier restricts pathogens to the infection site and confers resistance in plants // The EMBO Journal. 2019. V.38. e101948. doi:10.15252/embj.2019101948 23. Li L., Pan S., Melzer R., Fricke W. Apoplastic barriers, aquaporin gene expression and root and cell hydraulic conductivity in phosphate-limited sheepgrass plants // Physiologia Plantarum. 2020. V.168. P.118-132. doi:10.1111/ppl.12981 24. Martynenko E., Arkhipova T., Safronova V., Seldimirova O., Galin I., Akhtyamova Z., Veselov D., Ivanov R., Kudoyarova G. Effects of phytohormone-producing rhizobacteria on casparian band formation, ion homeostasis and salt tolerance of durum wheat // Biomolecules. 2022. V.12. 230. doi:10.3390/biom12020230 25. Megeressa M., Siraj B., Zarina S., Ahmed A. Structural characterization and in vitro lipid binding studies of non-specific lipid transfer protein 1 (nsLTP1) from fennel (Foeniculum vulgare) seeds // Scientific Reports. 2020. V.10. 21243. doi:10.1038/s41598-020-77278-6 26. Missaoui K., Gonzalez-Klein Z., Pazos-Castro D., Hernandez-Ramirez G., Garrido-Arandia M., Brini F., Perales A.D., Tome-Amat J. Plant non-specific lipid transfer proteins // Plant Physiology and Biochemistry. 2022. V.171. P.115-127. doi:10.1016/j.plaphy.2021.12.026 27. Moshelion M., Halperin O., Wallach R., Oren R., Way D.A. Role of aquaporins in determining transpiration and photosynthesis in water-stressed plants: crop water-use efficiency, growth and yield // Plant, Cell and Environment. 2015. V.38. P.1785-1793. doi:10.1111/pce.1241010.1111/pce.12410 28. Olaetxea M., Mora V., Bacaico E., Garnic M., Fuentes M., Casanova E., Zamarreсo A.M., Iriarte J.C., Etayo D., Ederra I., Gonzalo R.. Baigorri R., García-Mina J.M. Abscisic acid regulation of root hydraulic conductivity and aquaporin gene expression is crucial to the plant shoot growth enhancement caused by rhizosphere humic acids // Plant Physiology. 2015. V.169. P.2587-2596. doi:10.1104/pp.15.00596 29. Petrillo C., Vitale E., Ambrosino P., Arena C., Isticato R. Plant growth-promoting bacterial consortia as a strategy to alleviate drought stress in Spinacia oleracea // Microorganisms. 2022. V.10. 1798. doi:10.3390/microorganisms10091798 30. Ruzzi M., Aroca R. Plant growth-promoting rhizobacteria act as biostimulants in horticulture // Scientia Horticulturae. 2015. V.196. P.124–134. doi:10.1016/j.scienta.2015.08.042 31. Scheurer S., Van Ree R., Vieths S. The role of lipid transfer proteins as food and pollen allergens outside the mediterranean area // Current Allergy and Asthma Reports. 2021. V.21. 7. doi:10.1007/s11882-020-00982-w 32. Sharipova G., Veselov D., Kudoyarova G., Fricke W., Dodd I., Katsuhara M., Furuichi T., Ivanov I., Veselov S. Exogenous application of abscisic acid (ABA) increases root and cell hydraulic conductivity and abundance of some aquaporin isoforms in the ABA deficient barley mutant Az34 // Annals of Botany. 2016. V.118(4). P.777-785. doi:10.1093/aob/mcw117 33. Shiono K., Yoshikawa M., Kreszies T., Yamada S., Hojo Y., Matsuura T., Mori I.C., Schreiber L., Yoshioka T. Abscisic acid is required for exodermal suberization to form a barrier to radial oxygen loss in the adventitious roots of rice (Oryza sativa) // New Phytologist. 2022. V.233. P.655-669. doi:10.1111/nph.17751 34. Sorrentino G., Haworth M., Wahbi S.; Mahmood T., Zuomin S., Centritto M. Abscisic acid induces rapid reductions in mesophyll conductance to carbon dioxide // PLoS One 2016. V.11(2). e0148554. doi:10.1371/journal.pone.0148554 35. Wang C., Wang H., Li P., Li H., Xu C., Cohen H., Aharoni A., Wu S. Developmental programs interact with abscisic acid to coordinate root suberization in Arabidopsis // The Plant Journal. 2020. V.104. P.241-251. doi:10.1111/tpj.14920 36. Woolfson K.N., Esfandiari M., Bernards M.A. Suberin biosynthesis, assembly and regulation // Plants. 2022. V.11(4). P.555. doi:10.3390/plants11040555 37. Xu Y., Zheng X., Song Y., Zhu L., Yu Z., Gan L., Zhou S., Liu H., Wen F., Zhu C. NtLTP4, a lipid transfer protein that enhances salt and drought stresses tolerance in Nicotiana tabacum // Scientific Reports. 2018. V.8. P.1–14. doi:10.1038/s41598-018-27274-8 38. Zhao M., Tan H.-T., Scharwies J., Levin K., Evans J.R., Tyerman S.D. Association between water and carbon dioxide transport in leaf plasma membranes: assessing the role of aquaporins // Plant, Cell and Environment. 2017. V.40. P.789–801. doi:10.1111/pce.12830