Biomics

Цитоплазматическая мужская стерильность (ЦМС) типа 9Е сорго относится к числу типов мужской стерильности, у которых восстановление фертильности регулируется, наряду с генотипом, условиями внешней среды, а именно, влагообеспеченностью растений и влажностью воздуха накануне и в период цветения. Для исследования закономерностей генетического контроля и понимания механизмов эпигенетических процессов, регулирующих восстановление фертильности в данном типе ЦМС, важной задачей является идентификация генов-восстановителей (Rf-9E). Для решения данной задачи нами проведена работа по выявлению молекулярных маркеров, ассоциированных с генами Rf-9E, у растений популяции BC₁[(9Е Пищевое 614 × 84/19) × Пищевое 614]. Всего в работе было испытано 55 SSR-маркеров, картирующих все 10 хромосом генома сорго. Обнаружено, что SSR-маркеры, локализованные на 2 хромосоме генома сорго, sam60498 (23911554 … 23913675 п.н.) и sam37585 (33055782 … 33056867 п.н.), демонстрируют значимую ассоциацию с восстановлением мужской фертильности в исследуемой популяции. Анализ in silico референсного генома сорго S. bicolor (BTx623) показал, что вблизи данной области, включающей более 9 млн. п.н., располагается область прицентромерного гетерохроматина, а также присутствуют два PPR-гена: 002G142700.1 и 002G144300.1: на позициях 23465796 … 23468350 и 23810047 … 23812824, соответственно. Учитывая, что подавляющее большинство клонированных генов Rfу разных видов растений, включая сорго, содержат последовательности PPR-генов, то выявленные нами SSR-маркеры действительно могут являться молекулярными маркерами генов- восстановителей ЦМС типа 9Е. Обсуждается гипотеза о связи локализации генов-восстановителей ЦМС 9Е вблизи гетерохроматина с «влагозависимым» характером экспрессии восстановления мужской фертильности в этом типе ЦМС.

цитоплазматическая мужская стерильность, гены-восстановители, SSR-маркеры, ЦМС типа 9Е, сорго

1. Лакин Г.Ф. Биометрия. Учебное пособие для биол. спец. вузов, 4-е изд., перераб. и доп. М.: Высшая школа, 1990. 352 с.
2. Billot C., Ramu P., Bouchet S., Chantereau J., Deu M., Gardes L., Noyer J.-L., Rami J.-F., Rivallan R., Li Y., Lu P., Wang T., Folkertsma R.T., Arnaud E., Upadhyaya H.D., Glaszmann J.C., Hash C.T. Massive sorghum collection genotyped with SSR markers to enhance use of global genetic resources // PLoS ONE 2013. V. 8(4): e59714. doi: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0059714 
3. Barkan A., Small I. Pentatricopeptide repeat proteins in plants // Annu. Rev. Plant Biol. 2014. V. 65. P. 415–442. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-050213-040159 
4. Chen L., Liu Y.-G. Male sterility and fertility restoration in crops // Annu. Rev. Plant Biol. 2014. V.65. P.579–606. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-050213-040119 
5. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid total DNA preparation procedure for fresh plant tissue // Focus. 1990. V. 12. P. 13–15. 6. Horn R., Gupta K.J., Colombo N. Mitochondrion role in molecular basis of cytoplasmic male sterility // Mitochondrion. 2014. V.19. P. 198-205. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mito.2014.04.004
6. Bohra A., Jha U.C., Adhimoolam P., Bisht D., Singh N.P. Cytoplasmic male sterility (CMS) in hybrid breeding in field crops // Plant Cell Repts. 2016. V.35. P.967-993. doi: https://doi.org/10.1007/s00299-016-1949-3 
7. Elkonin L.A., Kozhemyakin V.V., Ishin A.G. Influence of water availability on fertility restoration of CMS lines with the ‘M35’, A4 and ‘9E’ CMS-inducing cytoplasms of sorghum // Plant Breed., 2005. V.134. P.565–571. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1439-0523.2005.01160.x 
8. Elkonin L.A., Tsvetova M.I. Heritable effect of plant water availability conditions on restoration of male fertility in the “9E” CMS-inducing cytoplasm of sorghum // Front. Plant Sci. 2012. V.3. 91. doi: https://doi.org/10.3389/fpls.2012.00091
9. Elkonin L.A., Gerashchenkov G.A., Domanina I.V., Rozhnova N.A. Inheritance of reversions to male fertility in male-sterile sorghum hybrids in the ‘9E’ cytoplasm induced by environmental conditions // Russ. J. Genet. 2015. V.51. P.251-261. DOI: https://doi.org/10.1134/S1022795415030035 
10. Elkonin L.A., Sarsenova S.Kh. Development of fertility-restoring lines for 9E type CMS of sorghum using environmentally induced fertility revertants // Russ. Agr. Sci. 2020. V. 46 (No. 6). P.560–565. DOI: https://doi.org/10.3103/S1068367420060063 
11. Elkonin L., Kibalnik O., Zavalishina A., Gerashchenkov G., Rozhnova N. Genetic functions of cytoplasm in plants with special emphasis on sorghum. In: Chloroplasts and Cytoplasm: Structure and Functions. Eds: C. Dejesus, L. Trask. Nova Science Publishers. 2018. P.97-154.
12. Halder K., Chaudhuri A., Abdin M.Z., Majee M., Datta A. Chromatin-based transcriptional reprogramming in plants under abiotic stresses. Plants. 2022. V. 11, 1449. DOI: https://doi.org/10.3390/plants11111449 
13. Jordan D.R., Mace E.S., Henzell R.G., Klein P.E., Klein R.R. Molecular mapping and candidate gene identification of the Rf2 gene for pollen fertility restoration in sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench) // Theor. Appl. Genet. 2010. V.120. P. 1279–1287. doi: https://doi.org/10.1007/s00122-009-1255-3 
14. Jordan D.R., Klein R.R., Sakrewski K.G., Henzell R.G., Klein, P.E., MaceE.S. Mapping and characterization of Rf5: a new gene conditioning pollen fertility restoration in A1 and A2 cytoplasm in sorghum // Theor. Appl. Genet. 2011. V.123. P. 383–396. doi: https://doi.org/10.1007/s00122-011-1591-y 
15. Kaul M.L.H. Male Sterility In Higher Plants (Monographs on Theoretical and Applied Genetics, vol. 10). Springer-Verlag, London. 1988.
16. Kim J.-M., Sasaki T., Ueda M., Sako K., Seki M. Chromatin changes in response to drought, salinity, heat, and cold stresses in plants // Front. Plant Sci. 2015. V.6:114. doi: https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00114 
17. Klein R.R., Klein P.E., Mullet J.E., Minx P., Rooney W.L., Schertz K.F. Fertility restorer locus Rf1 of sorghum (Sorghum bicolor L) encodes a pentatricopeptide repeat protein not present in the collinear region of rice chromosome 12 // Theor. Appl. Genet. 2005. V. 111. P. 994–1012. DOI: https://doi.org/10.1007/s00122-005-2011-y 
18. Kong L., Dong J., Hart G.E. Characteristics, linkage-map positions, and allelic differentiation of Sorghum bicolor (L.) Moench DNA simple-sequence repeats (SSRs) // Theor. Appl. Genet. 2000. V. 101. P.438–448.
19. Li M., Yuyama N., Luo L., Hirata M., Cai H. In silico mapping of 1758 new SSR markers developed from public genomic sequences for sorghum // Mol. Breeding. 2009. V.24. P. 41–47. DOI: https://doi.org/10.1007/s11032-009-9270-2
20. Li X., Sun M., Liu S., Teng Q., Li S., Jiang Y. Functions of PPR proteins in plant growth and development // Int. J. Mol. Sci. 2021.V. 22, 11274. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms222011274 22. 
21.  that integrates multiple component maps and high-throughput Diversity Array Technology (DArT) markers // BMC Plant Biology. 2009. V. 9, 13. doi: https://doi.org/10.1186/1471-2229-9-13 
22. Madugula P., Uttam A.G., Tonapi V.A., Ragimasalawada M. Fine mapping of Rf2, a major locus controlling pollen fertility restoration in sorghum A1 cytoplasm, encodes a PPR gene and its validation through expression analysis // Plant Breed. 2018. V. 137. P. 148–161. DOI: https://doi.org/10.1111/pbr.12569
23. Pring D.R., Tang H.V., Schertz K.F. Cytoplasmic male sterility and organelle DNAs of sorghum. In: Molecular Biology of Plant Mitochondria. C.S. Levings III, I.K. Vasil (eds.). Kluwer, Dordrecht. 1995. P. 461-495.
24. Reddy B.V.S., Ramesh S., Ortiz R. Genetic and cytoplasmic-nuclear male sterility in Sorghum. In: Plant Breeding Reviews, V. 25. J. Janik (ed.). Hoboken, New Jersey, USA. Willey & Sons Inc. 2005. P. 139-169. DOI: https://doi.org/10.1002/9780470650301.ch6 
25. Webster O.J., Singh S.P. Breeding behavior and histological structure of a non-dehiscent anther character in Sorghum vulgare Pers. // Crop Sci. 1964. V. 4. P. 656- 658.
26. Yonemaru J.-I., Ando T., Mizubayashi T., Kasuga S., Matsumoto T., Yano M. Development of genome-wide simple sequence repeat markers using whole-genome shotgun sequences of Sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench) // DNA Research. 2009. V. 16. P. 187–193. doi: https://doi.org/10.1093/dnares/dsp005