eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197

Biomics

Архив номеров

Индексирование
  1. Главная
  2. →
  3. 2021
  4. →
  5. Том 13, № 1
  6. →
  7. Структурные особенности клеток эксплантов in vivo и формирование морфогенных каллусов in vitro (Обзор)

Структурные особенности клеток эксплантов in vivo и формирование морфогенных каллусов in vitro (Обзор)

Год: 2021

Страницы: 8-19

Номер: Том 13, № 1

Тип: научная статья

DOI: https://doi.org/10.31301/2221-6197.bmcs.2021-2

Рубрика: Статьи

Авторы: Зинатуллина А.Е

Скачать pdf

Аннотация:

Морфогенный каллус – интегрированная система, образующаяся in vitro из экспланта как экзогенно (в результате пролиферации поверхностных клеток различных тканей), так и эндогенно (в глубине этих тканей), изначально состоящая из однородных меристематических клеток, которые постепенно преобразуются в группы гетерогенных морфогенетически компетентных клеток. В оптимальных условиях дальнейшего культивирования in vitro потенции таких клеток реализуются различными путями морфогенеза, включая образование полноценных растений-регенерантов, что является целью ряда биотехнологий. Преимущество использования морфогенных каллусов в биотехнологических исследованиях, помимо ряда несомненных методических удобств, состоит в сходстве морфогенетических процессов в растениях in vivo и в культивируемых каллусах in vitro, что следует расценивать как проявление универсальности морфогенеза при различных системах размножения растений. Формирование морфогенных каллусов из эксплантов в условиях in vitro определяется комплексом взаимосвязанных эндогенных и экзогенных факторов. В целом, эндогенные факторы расцениваются как наличие в эксплантах in vivo способных к восприятию индуктора таргетных клеток (так называемые инициальные клетки каллусов), тогда как экзогенные (как правило, стрессовые) факторы – как индуктор процесса каллусообразования in vitro. В обзорной статье на примере представителей различных семейств растений проведен анализ литературных и собственных данных по выявлению и характеристике структурных особенностей инициальных клеток морфогенных каллусов в эксплантах in vivo. Приведены имеющиеся в доступной литературе ответы на принципиальные вопросы: каковы инициальные клетки каллусов (обладающие свойствами меристематичности, плюри- и тотипопотентности и, возможно, стволовости) и чем они структурно отличаются от других клеток эксплантов; обладают ли инициальные клетки компетентностью к каллусообразованию в условиях in vivo или же условия предварительного стрессового воздействия in situ и/или начальных этапов культивирования in vitro индуцируют приобретение этими клетками способности к репрограммированию. Высказано мнение о положительной роли позиционного расположения инициальных клеток каллуса в системе клеток и тканей экспланта.

Ключевые слова:

эксплант in vivo, каллус in vitro, морфогенетическая компетентность клеток

Библиографический список:

  1. Батыгина Т.Б. Биология развития растений. СПб.: Изд-во ДЕАН, 2014. С. 85–87.
  2. Батыгина Т.Б., Круглова Н.Н., Горбунова В.Ю., Титова Г.Е., Сельдимирова О.А. От микроспоры – к сорту. М.: Наука, 2010. C. 128–137.
  3. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: Изд- во ФБК-ПРЕСС, 1999. С. 21–71.
  4. Журавлев Ю.Н., Омелько А.М. Морфогенез у растений in vitro // Физиол. раст. 2008. Т.55(5). С. 643–664.
  5. Зинатуллина А.Е. Феномен гемморизогенеза как типа органогенеза in vitro в биотехнологических исследованиях хлебных злаков // Экобиотех. 2019. Т. 2(2). C. 116–127. doi:  https://doi.org/10.31163/2618-964X-2019-2-2-116-127
  6. Зинатуллина  А.Е.  Модельная  система «зародыш-зародышевый каллус» в экспресс- оценке стрессовых и антистрессовых воздействий (на примере злаков) // Экобиотех. 2020а. Т. 3(1). С. 38–50. doi:  https://doi.org/10.31163/2618-964Х-2020-3-1-38-50
  7. Зинатуллина А.Е. Цитофизиологические особенности контрастных типов каллусов in vitro // Успехи соврем. биол. 2020б. Т. 140(2). С. 183–194. doi:  https://doi.org/10.31857/S0042132420020040
  8. Круглова Н.Н. Инновационная биотехнология андроклинной гаплоидии пшеницы на основе комплекса эмбриологических              и цитофизиологических данных // Экобиотех. 2019. Т. 2(3). С. 232–243. doi:  https://doi.org/10.31163/2618-964X-2019-2-3-232-243
  9. Круглова Н.Н., Батыгина Т.Б., Горбунова В.Ю., Титова Г.Е., Сельдимирова О.А. Эмбриологические основы андроклинии пшеницы. М.: Наука, 2005. C. 71–80.
  10. Круглова Н.Н., Катасонова А.А. Незрелый зародыш пшеницы как морфогенетически компетентный эксплант // Физиол. биохим. культ. раст. 2009. Т. 41(2). С. 124–131.
  11. Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А. Регенерация пшеницы in vitro и ex vitro. Уфа: Гилем, 2011. C. 66–71.
  12. Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А. Система «зародыш in planta–каллус in vitro»: цитофизиологические аспекты (на примере пшеницы) // Биомика. 2020. Т. 12(2). С. 180–189. doi:  https://doi.org/10.31301/2221-6197.bmcs.2020-8
  13. Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А., Зинатуллина А.Е. Гистологический статус зародыша пшеницы в стадии органогенеза in vivo, оптимальной для получения морфогенного каллуса in vitro // Изв. Уфимского науч. центра РАН. 2019а. № 1. С. 25–29. doi:  https://doi.org/10.31040/2222-8349-2019-0-1-25-29
  14. Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А., Зинатуллина А.Е. Каллус in vitro как модельная система для изучения органогенеза растений // Изв. Уфимского науч. центра РАН. 2019б. № 2. С. 44–54. doi:  https://doi.org/10.31040/2222-8349-2019-0-2-44-54 
  15. Круглова Н.Н., Титова Г.Е., Сельдимирова О.А. Каллусогенез как путь морфогенеза in vitro у злаков // Онтогенез. 2018. Т. 49(5). С. 273–288. doi:  https://doi.org/10.1134/S0475145018050038
  16. Круглова Н.Н., Титова Г.Е., Сельдимирова О.А., Зинатуллина А.Е., Веселов Д.С. Зародыш цветковых растений в критическую стадию относительной автономности эмбриогенеза (на примере злаков) // Онтогенез. 2020. Т. 51(1). С. 3–18. doi:  https://doi.org/10.31857/S0475145020010024
  17. Кулуев Б. Р., Круглова Н.Н., Зарипова А.А., Фархутдинов Р.Г. Основы биотехнологии растений. Уфа: Изд-во Башкирского ун-та, 2017. С. 75–83, 146–162.
  18. Лутова Л.А. Биотехнология высших растений. СПб.: Изд-во С.-Петербургского ун-та, 2010. С. 9–32.
  19. Сельдимирова О.А., Галин И.Р., Круглова Н.Н., Веселов Д.С. Распределение ИУК и АБК в развивающихся зародышах пшеницы in vivo // Изв. Уфимского науч. центра РАН. 2017. № 3(1). С. 114–118.
  20. Сельдимирова О.А., Круглова Н.Н. Баланс эндогенных и экзогенных гормонов и пути морфогенеза в андроклинных каллусах пшеницы in vitro // Изв. Уфимского науч. центра РАН. 2015. № 1. С. 33–39.
  21. Сельдимирова О.А., Круглова Н.Н., Безрукова М.В., Шакирова Ф.М. Регенеранты пшеницы в системе экспресс-оценки действия 24- эпибрассинолида // Биомика. 2020. Т 12(3). С. 394–397.  doi:  https://doi.org/10.31301/2221-6197.bmcs.2020-30
  22. Чуб В.В. Роль позиционной информации в регуляции развития органов цветка и листовых серий побегов. М.: Бином, 2010. 263 с.
  23. Швец Д.Ю., Кулуев Б.Р. Образование каллусоподобных структур на поверхности клубней – основа инвазионного потенциала тладианты сомнительной (Thladianta dubia, Cucurbitaceae) // Экобиотех. 2019. Т. 2. № 2. С. 201–207. doi:  https://doi.org/10.31163/2618-964X-2019-2-2- 201-207
  24. Alejandri-Ramirez N.D., Chavez-Hernandez E.C., Contreras-Guerra J.L., Reyes J.L., Dinkova T.D. Small RNA differential expression and regulation in Tuxpeno maize embryogenic callus induction and establishment // Plant Physiol. Biochem. 2018. V. 122. P. 78–89. doi:  https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2017.11.013
  25. Birnbaum K.D., Roudier F. Epigenetic memory and cell fate reprogramming in plants // Regeneration. 2017. V. 4. P. 15–20. doi:  https://doi.org/10.1002/reg2.73
  26. Cheng Y., Liu H., Cao L., Wang S., Li Y., Zhang Y., Jiang W., Zhou Y., Wang H. Down- regulation of multiple CDK inhibitor ICK/KRP genes promotes cell proliferation, callus induction and plant regeneration in Arabidopsis // Front. Plant Sci. 2015. doi:  https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00825
  27. Chu Z., Chen J., Xu H., Dong Z., Chen F., Cui D. Identification and comparative analysis of microRNA in wheat (Triticum aestivum L.) callus derived from mature and immature embryos during in vitro cultures // Front. Plant Sci. 2016. doi:  https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01302
  28. De Almeida W.A.B., de Mourao F.F., Mendes B.M.J., Rodriguez A.P.M. Histological characterization of in vitro adventitious organogenesis in Citrus sinensis // Biol. Plant. 2006. V. 50. P. 321–325. doi:  https://doi.org/10.1007/s10535-006-0044-y
  29. Ebrahimie E., Naghavi M.R., Hosseinzadeh A., Behamta M.R., Mohammadi-Dehcheshmeh M., Sarrafi A., Spangenberg G. Induction and comparison of different in vitro morphogenesis pathways using embryo of cumin (Cuminum cyminum L.) as a model material // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2007. V. 90. P. 293–311. doi:  https://doi.org/10.1007/s11240-007-9269-5
  30. Feher A. Callus, Dedifferentiation, Totipotency, Somatic Embryogenesis: What These Terms Mean in the Era of Molecular Plant Biology? // Front. Plant Sci. 2019. doi:  https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00536
  31. Feher A., Pasternak T.P., Dudits D. Transition of somatic plant cells to an embryogenic state // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2003. V. 74. P. 201–228. doi:  https://doi.org/10.1023/A:1024033216561
  32. Gaillochet C., Daum G., Lohmann J.U. O Cell, Where Art Thou? The mechanisms of shoot meristem pattering // Curr. Opin. Plant Biol. 2015.   V.   23.   P.   91–97.   doi:  https://doi.org/10.1016/j.pbi.2014.11.002
  33. Gaillochet C., Lohmann J.U. The never-ending story: from pluripotency to plant developmental plasticity // Development. 2015. V. 142. P. 2237–2249. doi:  https://doi.org/10.1242/dev.117614
  34. Hajheidari M., Koncz C., Bucker M. Chromatin Evolution-Key Innovations Underpinning Morphological Complexity // Front. Plant Sci. 2019. doi:  https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00454
  35. He C., Chen X., Huang H., Xu L. Reprogramming of H3K27me3 is critical for acquisition of pluripotency from cultured Arabidopsis tissues // PLoS Genet. 2012. V. 8. e1002911
  36. Hisano H., Matsuura T., Mori I.C., Yamane M., Sato K. Endogenous hormone levels affect the regeneration ability of callus derived from different organs in barley // Plant Physiol. Biochem. 2016. V. 99. P. 66–72. doi:  https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2015.12.005
  37. Ikeuchi M., Favero D.S., Sakamoto Y., Iwase A., Coleman D., Rymen B., Sugimoto K. Molecular Mechanisms of Plant Regeneration // Annu. Rev. Plant Biol. 2019. V. 70. P. 377–406. doi:  https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-050718-100434
  38. Ikeuchi M., Iwase A., Sugimoto K. Control of plant cell differentiation by histone modification and DNA methylation // Curr. Opin. Plant Biol. 2015.   V.   28.   P.   60–67.   doi:  https://doi.org/10.1016/j.pbi.2015.09.004
  39. Ikeuchi M., Ogawa Y., Iwase A., Sugimoto K. Plant regeneration: cellular origins and molecular mechanisms // Development. 2016. V. 143. P. 1442–1453. doi:  https://doi.org/10.1242/dev.134668
  40. Ikeuchi M., Shibata M., Rymen B., Iwase A., Bagman A.-M., Watt L., Coleman D., Favero D., Takahashi T., Ahnert S., Brady S.M., Sugimoto K. A gene regulatory network for cellular reprogramming in plant regeneration // Plant Cell Physiol.  2018.  V.  59.  P.  770–782.  doi:  https://doi.org/10.1093/pcp/pcy013
  41. Ikeuchi M., Sugimoto K., Iwase A. Plant callus: mechanisms of induction and repression // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 3159–3173. doi:  https://doi.org/10.1105/tpc.113.116053
  42. Iwase A., Mitsuda N., Koyama T., Hiratsu K., Kojima M., Arai T., Inoue Y., Seki M., Sakakibara H., Sugimoto K., Ohme-Takagi M. The AP2/ERF transcription factor WIND1 controls cell dedifferentiation in Arabidopsis // Curr. Biol. 2011. V. 21. P. 508–514. doi:  https://doi.org/10.1016/j.cub.2011.02.020
  43. Jaeger J., Irons D., Monk N. Regulative feedback in pattern formation: towards a general relativistic theory of positional information // Development. 2008. V. 135. P. 3175–3183. doi:  https://doi.org/10.1242/dev.018697
  44. Kruglova N.N., Seldimirova O.A., Zinatullina A.E. In Vitro Callus as a Model System for the Study of Plant Stress-Resistance to Abiotic factors (on the Example of Cereals) // Biol. Bull. Rev. 2018. V. 8. P. 518–526. doi:  https://doi.org/10.1134/S2079086418060063
  45. Lee K., Seo P. J. Dynamic epigenetic changes during plant regeneration // Trends Plant Sci. 2018.   V.   23.   P.   235–247. doi:  https://doi.org/10.1016/j.tplants.2017.11.009
  46. Li K., Wang J., Liu C., Li C., Zhao C., Xia H., Ma C., Wang X., Li P. Expression of AtLEC2 and AtIPTs promotes embryogenic callus formation and shoot regeneration in tobacco // BMC Plant Biol. 2019. V. 19. doi: https://doi.org/10.1186/s12870-019-1907-7
  47. Lopez-Ruiz B.A., Juarez-Gonzalez V.T., Sandoval-Zapotitla E., Dinkova T.D. Development-Related miRNA Expression and Target Regulation during Staggered In Vitro Plant Regeneration of Tuxpeno VS-535 Maize Cultivar // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. doi:  https://doi.org/10.3390/ijms20092079
  48. Motte H., Vereecke D., Geelen D., Werbrouck S. The molecular path to in vitro shoot regeneration // Biotech. Adv. 2014. V. 32. P. 107–121. doi:  https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2013
  49. Ojolo S.P., Cao S., Priyadarshani S., Li W., Yan M., Aslam M., Zhao H., Qin Y. Regulation of Plant Growth and Development: A Review From a Chromatin Remodeling Perspective // Front. Plant Sci. 2018. doi:  https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01232
  50. Omer R.A., Matheka J.M., Runo S., Ali A.M., Kuria E., Masiga C., Mugoya C., Machuka J. Effects of Auxin and Source of Explants on Callus Induction of Tropical Maize // Biotechnology. 2012. V. 11. Р. 225–231. doi:  https://doi.org/10.3923/biotech.2012.225.231
  51. Osborne D., McManus M. Hormones, Signals and Target Cells in Plant Development. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 2009. 268 p. doi:  https://doi.org/10.1017/CBO9780511546228
  52. Perilli S., Di Mambro R., Sabatini S. Growth and development of the root apical meristem // Curr. Opin. Plant Biol. 2012. V. 15. P. 17–23. doi:  https://doi.org/10.1016/j.pbi.2011.10.006
  53. Plant propagation by tissue culture / Eds George E.F., Hall M.A., De Klerk G.-J. Dordrecht: Springer, 2008. P. 68–124.
  54. Raizada M.N., Goron T.L., Bannerjee O., Mason M.Q., Pautler M., Brazolot1 J., Morris A.D., Kajenthira А., Dinka S.J., DiMeo N. Loss of developmental pluripotency occurs in two stages during leaf aging in Arabidopsis thaliana // In Vitro Cell. Develop. Biol. – Plant. 2017. V. 53. Р. 178–187. doi:  https://doi.org/10.1007/s11627-017- 9813-x
  55. Rakshit S., Rashid Z., Sekhar J.C., Fatma T., Dass S. Callus induction and whole plant regeneration in elite Indian maize (Zea mays L.) inbreds // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2010. V. 100. P. 31–37. doi:  https://doi.org/10.1007/s11240-009-9613-z
  56. Seldimirova O.A., Kudoyarova G.R., Katsuhara M., Galin I.R., Zaitsev D.Yu., Kruglova N.N., Veselov D.S., Veselov S.Yu. Dynamics of the contents and distribution of ABA, auxins and aquaporins in developing caryopses of an ABA- deficient barley mutant and its parental cultivar // Seed                  Sci.           Res.            2019 doi:  https://doi.org/10.1017/S0960258519000229
  57. Skoog F., Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultured in vitro // Symp. Soc. Exp. Biol.: Proceed. 1957. V. 11. P. 118–130.
  58. Slesak H., Goralski G., Pawłowska H., Skucinska B., Popielarska-Konieczna M., Joachimiak A. The effect of genotype on a barley scutella culture. Histological aspects // Centr. Europ. J. Biol. 2013. V. 8. P. 30–37. doi:  https://doi.org/10.2478/s11535-012-0113-5
  59. Sugimoto K., Gordon S.Р., Meyerowitz E.M. Regeneration in plants and animals: dedifferentiation, transdifferentiation, or just differentiation? // Trends Cell Biol. 2011. V. 21. P. 212–218. doi:  https://doi.org/10.1016/j.tcb.2010.12.004
  60. Sugimoto  K.,  Jiao  I.,  Meyerowith  E.M. Arabidopsis regeneration from multiple tissues occurs via root development pathway // Dev. Cell. 2010. V. 18. P. 463–471. doi:  https://doi.org/10.1016/j.devcel.2010.02.004
  61. Sugimoto K., Meyerowitz E. M. Regeneration in Arabidopsis Tissue Culture // Plant Organogenesis / Ed. De Smet I. Totowa, NJ: Humana Press, 2013. P. 265–275. doi:  https://doi.org/10.1007/978-1-62703-221-6_18
  62. Sugiyama М. Historical review of research on plant cell dedifferentiation // J. Plant Res. 2015. V. 128. P. 349–359. doi:  https://doi.org/10.1007/s10265-015-0706-y .
  63. Sun L., Wu Y., Zou H., Su Sh., Li Sh., Shan X., Xi J., Yuan Y. Comparative proteomic analysis of the H99 inbred maize (Zea mays L.) line in embryogenic and non-embryogenic callus during somatic embryogenesis // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2013. V. 113. P. 103–119. doi:  https://doi.org/10.1007/s11240-012-0255-1
  64. Thorpe T.A. History of Plant Tissue Culture // Methods in Molecular Biology. 2006. V. 318. P. 9–32. doi:  https://doi.org/10.1385/1-59259-959-1:009
  65. Tuskan G.A., Mewalal R., Gunter L.E., Palla K.J., Carter K., Jakobson D.A., Jones P.S., Garcia B.J., Weighill D.A., Hyatt P.D., Yang Y., Zhang J., Reis N., Chen J.-G., Muchero W. Defining the genetic components of callus formation: A GWAS approach // PLoS One. 2018. V. 17. doi:  https://doi.org/10.1371/journal.pone.0202519
  66. Yu Y., Feng Z., Wang G., Li F., Du X., Zhu J. Initiation of dedifferentiation and structural changes in in vitro cultured petiole of Arabidopsis thaliana // Protoplasma. 2010. V. 241. P. 75–81. doi:  https://doi.org/10.1007/s00709-010-0108-x
  67. Yu Y., Qin W., Li Y., Zhang C., Wang Y., Yang Z., Ge X., Li F. Red light promotes cotton embryogenic callus formation by influencing endogenous hormones, polyamines and antioxidative enzyme activities // J. Plant Growth Regul. 2019. V. 87. P. 187–199. doi: 10.1007/s10725-018-0461-x
  68. Wang X.-D., Nolan K. E., Irwanto R. R., Sheahan M. B., Rose R. J. Ontogeny of embryogenic callus in Medicago truncatula: the fate of the pluripotent and totipotent stem cells // Ann. Bot. 2011. V. 107. P. 599–609. doi: https://doi.org/10.1093/aob/mcq269
  69. Wolpert L. Positional information and Pattern Formation // Curr. Top. Dev.Biol. 2016. V. 117. P. 597–608. doi:  https://doi.org/10.1016/bs.ctdb.2015.11.008
Скачать pdf
наверх
eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197