eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197

Biomics

Архив номеров

Индексирование
  1. Главная
  2. →
  3. 2018
  4. →
  5. Том 10, № 4
  6. →
  7. Статьи
  8. →
  9. Влияние этилена и активных форм кислорода на развитие патогена Stagonospora nodorum Berk. в тканях растений пшеницы

Влияние этилена и активных форм кислорода на развитие патогена Stagonospora nodorum Berk. в тканях растений пшеницы

Год: 2018

Страницы: 387-399

Номер: Том 10, № 4

Тип: научная статья

DOI: https://doi.org/10.31301/2221-6197.bmcs.2018-50

Рубрика: Статьи

Авторы: Веселова Светлана Викторовна, Бурханова Гузель Фанилевна, Нужная Татьяна Владимировна, Румянцев Сергей Дмитриевич, Максимов Игорь Владимирович

Скачать pdf

Аннотация:

Хорошо известно, что растения реагируют на атаку патогенов интенсивной генерацией активных форм кислорода (АФК) - окислительным взрывом, и показано, что АФК играют центральную роль в иммунитете растений. Про-/антиоксидантный статус растений находится под строгим контролем фитогормонов. Среди них этилен, роль которого при биотическом стрессе неоднозначна и зависит от типа патогена и вида растения. Целью настоящей работы являлось изучение роли этилена в регуляции генерации АФК в инфицированных возбудителем септориоза (Stagonospora nodorum Berk.) листьях контрастных по устойчивости к патогену сортов мягкой яровой пшеницы (Triticum aestivum L.)., а также исследование влияния этилена и АФК на развитие и рост патогена. Гистохимический анализ супероксид радикала (О2•ˉ) и перекиси водорода (Н2О2) показал, что обработка растений этефоном (химическим предшественником этилена) приводила к снижению накопления О2•ˉ и почти полному ингибированию генерации Н2О2 в местах проникновения патогена и общему низкому содержанию Н2О2 в инфицированных листьях, что способствовало интенсивному размножению мицелия гриба и обширному поражению растений. Так показано, что низкие концентрации АФК являются индукторами морфогенеза у грибов и способствуют их усиленному росту и развитию. Подавление генерации АФК, скорее всего, происходило за счет снижения активности оксалатоксидазы, уменьшения накопления мРНК генов TaRbohD и TaRbohF, кодирующих изоформы НАДФН-оксидазы, и увеличения активности каталазы при инфицировании. При ингибировании рецепции этилена с помощью 1-метилциклопропена наблюдали противоположный результат - интенсивная локальная генерация О2•ˉ и Н2О2 и общая высокая генерация Н2О2 в листьях приводили к ингибированию роста мицелия патогена, что происходило за счет активации прооксидантных ферментов. Пероксидазы при этом выполняли различные функции на разных этапах инфекционного процесса. Таким образом, этиленовый сигнальный путь отрицательно влиял на генерацию АФК в инфицированных растениях пшеницы на биотрофной стадии развития патогена. Подавляя накопление Н2О2 и снижая генерацию О2•ˉ за счет регуляции работы различных ферментов про-/антиоксидантной системы на транскрипционном и посттрансляционном уровнях, этилен обеспечивал тем самым благоприятные условия для развития S. nodorum и проникновения патогена в ткани пшеницы.

Ключевые слова:

Stagonospora nodorum Berk.; активные формы кислорода; этилен; про-/антиоксидантная система

Библиографический список:

  1. Веселова С.В., Бурханова Г.Ф., Нужная Т.В., Максимов И.В. Роль НАДФН-оксидазного сигнального каскада в развитии устойчивости мягкой яровой пшеницы к возбудителю септориоза Stagonospora nodorum Blotch // Известия Уфимского научного центра РАН. 2018. № 3 (1). C. 66-74. doi:10.31040/2222-8349-2018-1-3-66-74. @@ Veselova S.V., Burkhanova G.F., Nuzhnaya T.V., Maksimov I.V. Effect of NADPH oxidases cascade on mechanisms regulating defense common wheat reactions under the disease Stagonospora nodorum Blotch. Izvestija ufimskogo nauchnogo centra RAS. 2018. No 3(1). S. 66-74. doi:10.31040/2222-8349-2018-1-3-66-74 (In Russian)
  2. Abozeid A., Ying Z., Lin Y., Liu J., Zhang Z. and Tang Z. Ethylene Improves Root System Development under Cadmium Stress by Modulating Superoxide Anion Concentration in Arabidopsis thaliana. Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 253. doi:10.3389/fpls.2017.00253
  3. Almagro L., Gomez Ros L.V., Belchi-Navarro S., Bru R., Ros Barcello A., Pedreno M.A. Class III peroxidases in plant defence reactions. J. Exp. Botany. 2009. V. 60. № 2. P. 377-390. doi:10.1093/jxb/ern277
  4. Argandona V.H., Chaman M., Cardemil L., Munoz O., Zúniga G.E., Corcuera L.J. Ethylene production and peroxidase activity in aphid-infested barley. J. Chem. Ecol. 2001. V.27. P. 53-68. https://doi.org/10.1023/A:1005615932694
  5. Barna B., Fodor J., Harrach B.D., Pogány M., Király Z. The Janus face of reactive oxygen species in resistance and susceptibility of plants to necrotrophic and biotrophic pathogens. Plant Physiol. Biochem. 2012. V. 59. P. 37-43. doi:10.1016/j.plaphy.2012.01.014
  6. Belozerskaya T.A., Gessler N.N. Oxidative stress and differentiation in Neurospora crassa. Microbiology. 2006. V. 75. № 4. P. 427-431. doi:10.1134/s0026261706040102
  7. Bindschedler L.V., Minibaeva F., Gardner S.L., Gerrish C., Davies D.R., Bolwell G.P. Early signalling events in the apoplastic oxidative burst in suspension cultured French bean cells involve cAMP and Ca2+. New Phytol. 2001. V. 151. № 1. P. 185-194. doi:10.1046/j.1469-8137.2001.00170.x
  8. Chen X., Steed A., Travella S., Keller B., Nicholson P. Fusarium graminearum exploits ethylene signalling to colonize dicotyledonous and monocotyledonous plants. New Phytol. 2009. V. 182. № 4. P. 975-983. doi:10.1111/j.1469-8137.2009.02821.x
  9. Dong X., Ji R., Guo X., Foster S.J., Chen H., Dong C., Liu Y., Hu Q., Liu S. Expressing a gene encoding wheat oxalate oxidase enhances resistance to Sclerotinia sclerotiorum in oilseed rape (Brassica napus). Planta. 2008. V.228. P.331-340. doi:10.1007/s00425-008-0740-2
  10. Dunand C., Crèvecoeur M., Penel C. Distribution of superoxide and hydrogen peroxide in Arabidopsis root and their influence on root development: possible interaction with peroxidases. New Phytologist. 2007. V. 174. P. 332-341. doi:10.1111/j.1469-8137.2007.01995.x
  11. Errakhi R., Meimoun P., Lehner A., Vidal G., Briand J., Corbineau F., Rona J.-P., Bouteau F. Anion channel activity is necessary to induce ethylene synthesis and programmed cell death in response to oxalic acid. Journal of Experimental Botany. 2008. V.59, № 11. P. 3121-3129. doi:10.1093/jxb/ern166
  12. Golemieca E., Tokarza K., Wielanekb M., Niewiadomskaa E. A dissection of the effects of ethylene, H2O2 and high irradiance on antioxidants and several genes associated with stress and senescence in tobacco leaves. Journal of Plant Physiology. 2014. V. 171. P. 269-275. doi:10.1016/j.jplph.2013.08.007
  13. He J., Yue X., Wang R., Zhang Y. Ethylene mediates UV-B-induced stomatal closure via peroxidase-dependent hydrogen peroxide synthesis in Vicia faba (L.). J. Exp. Bot. 2011. V. 62. P. 2657-66. doi:10.1093/jxb/erq431
  14. Kazan K., Lyons R. Intervention of phytohormone pathways by pathogen effectors. Plant Cell. 2014. V. 26. P. 2285-2309. doi:10.1105/tpc.114.125419
  15. Kimura S., Waszczak C., Hunter K., Wrzaczek M. Bound by fate: The role of reactive oxygen species in receptor-like kinase signaling. The Plant Cell. 2017. V.29. P.638-654. doi:10.1105/tpc.16.00947
  16. Ma Y., Yang M., Wang J., Jiang C.-Zh., Wang Q. Application of exogenous ethylene inhibits postharvest peel browning of ‘Huangguan’ pear. Front Plant Sci. 2016. V.7. e. 2029. doi: 10.3389/fpls.2016.02029
  17. Maksimov I.V., Cherepanova E.A., Yarullina L.G., Akhmetova I.E. Isolation of chitin-specific wheat oxidoreductase. Applied biochemistry and microbiology. 2005. V. 41. № 6. P. 542-546. doi:10.007/s10438-005-0098-1
  18. Maksimov I.V., Valeev A.Sh., Cherepanova E.A., Yarullina L.G. Hydrogen peroxide production in wheat leaves infected with the fungus Septoria nodorum Berk. strains with different virulence. Applied biochemistry and microbiology. 2009. V. 45. № 4. P. 433-438. doi:10.1134/s0003683809040152
  19. Maksimov I.V., Yarullina L.G., Burkhanova G.F., Zaikina E.A. Relationship between the aggressiveness and catalase activity of Septoria nodorum Berk. in wheat. Biology Bulletin. 2013. V. 40. № 5. P. 441-446. doi:10.1134/s1062359013050099
  20. Mersmann S., Bourdais G., Rietz S., Robatzek S. Ethylene signaling regulates accumulation of the FLS2 receptor and is required for the oxidative burst contributing to plant immunity. Plant Physiol. 2010. V. 154(1). P.391-400. doi:10.1104/pp.110.154567
  21. Mittler R., Vanderauwera S., Suzuki N., Miller G., Tognetti V., Vandepoele K., Gollery M., Shulaev V., Van Breusegem F. ROS signaling: the new wave? Trends Plant Sci. 2011. V. 16. № 6. P. 300-309. doi:10.1016/j.tplants.2011.03.007
  22. Narasimhan M.L., Damsz B., Coca M.A., Ibeas J.I., Yun D.J., Pardo J.M., Hasegawa P.M., Bressan R.A. A plant defense response effector induces microbial apoptosis. Mol Cell. 2001. V. 8. № 4. P. 921-930. https://doi.org/10.1016/S1097-2765(01)00365-3
  23. Novikova G.V., Mur L.A.J., Nosov A.V., Fomenkov A.A., Mironov K.S., Mamaeva A.S., Shilov E.S., Rakitin V.Y. and Hall M.A. Nitric oxide has a concentration-dependent effect on the cell cycle acting via EIN2 in Arabidopsis thaliana cultured cells. Front. Physiol. 2017. V. 8. P. 142. doi:10.3389/fphys.2017.00142
  24. Plotnikova L.Y. The involvement of reactive oxygen species in defense of wheat lines whith the genes introgressed from agropyron spesies contributing the resistance against brown rust. Russian Journal of Plant Physioilogy. 2009. V. 56. № 2. P. 181-189. doi:10.1134/s102144370902006x
  25. Podgórska A., Burian M. and Szal B. Extra-cellular but extra-ordinarily important for cells: Apoplastic reactive oxygen species metabolism. Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 1353. doi:10.3389/fpls.2017.01353
  26. Qi J., Wang J., Gong Z., Zhou J.M. Apoplastic ROS signaling in plant immunity. Curr Opin Plant Biol. 2017. V. 38. P.92-100. doi:10.1016/j.pbi.2017.04.022
  27. Sewelam N., Kazan K., Thomas-Hall S.R., Kidd B.N., Manners J.M., Schenk P.M. ETHYLENE RESPONSE FACTOR 6 is a regulator of reactive oxygen species signaling in Arabidopsis. PLoS ONE. 2013. V. 8. e70289. doi10.1371/journal.pone.0070289
  28. Troshina N.B., Yarullina L.G., Valeev A.Sh., Maksimov I.V. Salicylic acid induced resistance to Septoria nodorum Berk. in wheat. Biology Bulletin. 2007. V. 34. № 5. P. 451-456. doi:10.1134/s1062359007050056
  29. Veselova S.V., Nuzhnaya T.V., Maksimov I.V. The effect of 1-methylcyclopropene on the components of pro- and antioxidant systems of wheat and the development of defense reactions in fungal pathogenesis. Applied biochemistry and microbiology. 2014. V. 50. № 5. P. 516-523. doi:10.1134/s0003683814050111
  30. Veselova S.V., Burkhanova G.F., Nuzhnaya T.V., Maksimov I.V. Roles of ethylene and cytokinins in development of defense responses in Triticum aestivum plants infected with Septoria nodorum. Russian Journal of Plant Physiology. 2016. V. 63. № 5. P. 609-619. doi:10.1134/s1021443716050150
  31. Vleesschauver D.D., Yinong Y., Casiana V.C., Monica H. Abscisic acid-induced resistance against the brown spot pathogen Cochliobolus miyabeanus in rice involves MAP kinase-mediated repression of ethylene signaling. Plant Physiol. 2010. V. 152. P. 2036-2052. doi:10.1104/pp.109.152702
  32. Wi S.J., Ji N.R., Park K.Y. Synergistic biosynthesis of biphasic ethylene and reactive oxygen species in response to hemibiotrophic phytophthora parasitica in tobacco plants. Physiol. Plant. 2012. V. 159. № 1. P. 251-265. doi:10.1104/pp.112.194654
  33. Winterberg B., Du Fall L.A., Song X.M., Pascovici D., Care N., Molloy M., Ohms S., Solomon P.S. The necrotrophic effector protein SnTox3 re-programs metabolism and elicits a strong defense response in susceptible wheat leaves. BMC Plant Biol. 2014. V. 14. P. 215. doi:10.1186/s12870-014-0215-5
  34. Yarullina L.G., Troshina N.B., Cherepanova E.A., Zaikina E.A., Maksimov I.V. Salicylic and jacmonic acids in regulation of the proantioxidant state in wheat leaves infected by Septoria nodorum. Applied biochemistry and microbiology. 2011. V.47. № 5. P. 549-555. doi:10.1134/S0003683811050176
  35. Zermiani M., Zonin E., Nonis A., Begheldo M., Ceccato L., Vezzaro A., Baldan B., Trentin A., Masi A., Pegoraro M., Fadanelli L., Teale W., Palme K., Quintieri L., Ruperti B. Ethylene negatively regulates transcript abundance of ROP-GAP rheostat-encoding genes and affects apoplastic reactive oxygen species homeostasis in epicarps of cold stored apple fruits. Journal of Experimental Botany. 2015. Vol. 66. № 22. P. 7255-7270. doi:10.1093/jxb/erv422
  36. Zhang, Z., Henderson, C., Gurr S.J. Blumeria graminis secretes an extracellular catalase during infection of barley: potential role in suppression of host defense. Mol. Plant Pathol. 2004. V. 5. P. 537-547.  doi:10.1111/j.1364-3703.2004.00251.x
Скачать pdf
наверх
eISSN: 2221-6197 DOI: 10.31301/2221-6197