Энхансеры ПЦР. V. Наноматериалы или наноПЦР

22.10.2025
Авторы:
Сахабутдинова А.Р. , Чемерис Д.А. , Гарафутдинов Р.Р.
Название:
Энхансеры ПЦР. V. Наноматериалы или наноПЦР
Страницы:
193-205
DOI:
10.31301/2221-6197.bmcs.2025-15

Аннотация Библиография
Несмотря на кажущуюся простоту ПЦР с двумя праймерами, экспериментаторы нередко сталкиваются с тем, что даже хорошо подобранные праймеры не обеспечивают получение желаемого результата. Это может происходить в силу множества причин. Одной из них является амплификация так называемых «трудных» матриц, к которым относятся ДНК-мишени с высоким GC-составом, обусловливающим образование прочных вторичных структур, которые ДНК-полимераза не всегда способна преодолеть, а также чрезмерно протяженные ДНК-мишени, с которых ДНК-полимераза не способна синтезировать ампликоны в случае ее низкой процессивности. Помимо перечисленных, иногда имеет место ингибирование ДНК-полимеразы из-за присутствующих в реакционной смеси веществ, обычно вносимых вместе с анализируемым препаратом ДНК, мешающих полноценной работе фермента. Для преодоления этих трудностей в реакционную смесь добавляют дополнительные компоненты, или ПЦР-энхансеры. Таковыми могут выступать различные наноматериалы и нанокомпозитные субстанции, использование которых привело к появлению так называемой наноПЦР. Наиболее популярными добавками служат наночастицы золота, в том числе покрытые различными соединениями, меняющими их поверхностный заряд. Довольно широкое применение в наноПЦР находят наночастицы некоторых других металлов, их оксидов и сульфидов. Также используются материалы на основе углерода: графен, оксид графена, восстановленный оксид графена, алмазные наночастицы, углеродные нанотрубки, углеродный нанопорошок. Были попытки применения и фуллерена, но он лишь ингибировал реакцию. Помимо этих наноструктурированных соединений нередко применяются квантовые точки разного диаметра и состава. Механизмы действия разных наноматериалов в наноПЦР отличаются, но можно выделить ключевые: сорбция на поверхности наночастиц ДНК, праймеров и ДНК-полимеразы, а также увеличение теплопроводности раствора. При этом лишь незначительное превышение оптимальных концентраций таких энхансеров способно приводить к ингибированию амплификации.
  1. Гарафутдинов Р.Р., Баймиев Ан.Х., Малеев Г.В. и др. Разнообразие праймеров для ПЦР и принципы их подбора. Biomics. 2019. 11(1). 23-70. DOI:10.31301/2221-6197.bmcs.2019-04
  2. Сахабутдинова А.Р. Чемерис Д.А., Чемерис А.В. и др. Энхансеры ПЦР. I. Общие сведения. Biomics. 2023. Т.15(3). С.218-223. DOI:10.31301/2221-6197.bmcs.2023-20
  3. Чемерис А.В., Магданов Э.Г., Гарафутдинов Р.Р. и др. Как исключить появление ложно-позитивных результатов при проведении полимеразной цепной реакции? Вестн. биотехнол. физ.-хим. биол. 2012. 8(3). 34-45.
  4. Abdul Khaliq R, Kafafy R, Salleh HM et al. Enhancing the efficiency of polymerase chain reaction using graphene nanoflakes. Nanotechnology. 2012. 23(45). 455106. doi:10.1088/0957-4484/23/45/455106
  5. Abdul Khaliq R, Sonawane PJ, Sasi BK et al. Enhancement in the efficiency of polymerase chain reaction by TiO2 nanoparticles: crucial role of enhanced thermal conductivity. Nanotechnology. 2010. 21(25). 255704. doi:10.1088/0957-4484/21/25/255704
  6. Al-Dhabaan FA, Yousef H, Shoala T et al. Enhancement of fungal DNA templates and PCR amplification yield by three types of nanoparticles. J. Plant Protection Research. 2018. 58(1). 66-72. doi:10.24425/119119.
  7. Aysan AB, Knejzlík Z, Ulbrich P et al. Effect of surface functionalisation on the interaction of iron oxide nanoparticles with polymerase chain reaction. Colloids Surf B Biointerfaces. 2017. 153. 69-76. doi:10.1016/j.colsurfb.2017.02.005
  8. Cao X, Chen J, Wen S et al. Effect of surface charge of polyethyleneimine-modified multiwalled carbon nanotubes on the improvement of polymerase chain reaction. Nanoscale. 2011, 3(4). 1741-1747. doi:10.1039/c0nr00833h
  9. Cao X, Shen M, Zhang X eet al. Effect of the surface functional groups of dendrimer-entrapped gold nanoparticles on the improvement of PCR. Electrophoresis. 2012. 33(16). 2598-2603. doi:10.1002/elps.201200061
  10. Chauhan K, Kim DM, Cho E et al. Facilitation of Dye-Based Quantitative Real-Time Polymerase Chain Reaction with Poly(ethylene glycol)-Engrafted Graphene Oxide. Nanomaterials (Basel). 2023. 13(8). 1348. doi:10.3390/nano13081348
  11. Chen C, Zhang A, Zhang X et al. Numerical simulation of Au nanoparticles effect on the PCR process. J Biomech Eng. 2009. 131(7). 074512. doi:10.1115/1.3147746
  12. Chen J, Cao X, Guo R t al. A highly effective polymerase chain reaction enhancer based on dendrimer-entrapped gold nanoparticles. Analyst. 2012. 137(1). 223-228. doi:10.1039/c1an15816c
  13. Cui D, Tian F, Kong Y et al. Effects of single-walled carbon nanotubes on the polymerase chain reaction. Nanotechnology. 2004. 15(1). 154-157. doi:10.1088/0957-4484/15/1/030
  14. Devika PP, Alex S, Soni KB et al. Nano-PCR for the early detection of tomato leaf curl virus. 3 Biotech. 2024 Jan;14(1):5. doi:10.1007/s13205-023-03842-2
  15. Du X, An H, Jin B et al. Carbon nanotubes altering specificity of repeated PCR and DNA integrity properties. J Nanosci Nanotechnol. 2014. 14(7). 5547-5551. doi:10.1166/jnn.2014.8874
  16. Fuming S, Yang Y, Hexiang Z et al. CdTe quantum dots accelerate the speed of Pfu-based polymerase chain reaction. Journal of Experimental Nanoscience. 2013. 10(6). 476–482. doi:10.1080/17458080.2013.843208
  17. Gabriel S, Rasheed AK, Siddiqui R et al. Development of nanoparticle-assisted PCR assay in the rapid detection of brain-eating amoebae. Parasitol Res. 2018. 117(6). 1801-1811. doi:10.1007/s00436-018-5864-0
  18. Haber AL, Griffiths KR, Jamting AK et al. Addition of gold nanoparticles to real-time PCR: effect on PCR profile and SYBR Green I fluorescence. Anal Bioanal Chem. 2008. 392(5). 887-896. doi:10.1007/s00216-008-2358-4
  19. Hemanta MR, Varsha K. Enhancement in Efficiency of Polymerase Chain Reaction by Silver NanoParticles. Intern. Res. J. Biol. Sci. 2014. 3(2). 30-33.
  20. Jeong H, Baek SH, Chang S-J et al. A hybrid composite of gold and graphene oxide as a PCR enhancer. RSC Adv. 2015. 5. 93117-93121. doi:10.1039/C5RA12932J
  21. Jia J, Sun L, Hu N et al. Graphene enhances the specificity of the polymerase chain reaction. Small. 2012. 8(13). 2011-2015. doi:10.1002/smll.201200139
  22. Kambli P, Kelkar-Mane V. Nanosized Fe3O4 an efficient PCR yield enhancer-Comparative study with Au, Ag nanoparticles. Colloids Surf B Biointerfaces. 2016. 141. 546-552. doi:10.1016/j.colsurfb.2016.02.024
  23. Kim HR, Baek A, Lee IJ et al. Facilitation of Polymerase Chain Reaction with Poly(ethylene glycol)-Engrafted Graphene Oxide Analogous to a Single-Stranded-DNA Binding Protein. ACS Appl Mater Interfaces. 2016. 8(49). 33521-33528. doi:10.1021/acsami.6b13223
  24. Lenka G, Weng W-H. Nanosized particles of titanium dioxide specifically increase the efficiency of conventional polymerase chain reaction. Digest Journal of Nanomaterials and Biostructures. 2013. 8(4). 1435-1445.
  25. Li A, Zhou B, Alves CS et al. Mechanistic Studies of Enhanced PCR Using PEGylated PEI-Entrapped Gold Nanoparticles. ACS Appl Mater Interfaces. 2016. 8(39). 25808-25817. doi:10.1021/acsami.6b09310
  26. Li H, Huang J, Lv J et al. Nanoparticle PCR: nanogold-assisted PCR with enhanced specificity. Angew Chem Int Ed Engl. 2005. 44(32). 5100-5103. doi:10.1002/anie.200500403
  27. Li M, Lin YC, Wu CC et al. Enhancing the efficiency of a PCR using gold nanoparticles. Nucleic Acids Res. 2005a. 33(21). e184. doi:10.1093/nar/gni183
  28. Li S, Wang Z, Wang Y et al. Effects of graphene oxide on PCR amplification for microbial community survey. BMC Microbiol. 2020. 20(1). 278. doi:10.1186/s12866-020-01965-7
  29. Li S, Zhu H, Zhu R. et al. Impact and mechanism of TiO2 nanoparticles on DNA synthesis in vitro. Sci. China Ser. B-Chem. 2008. 51. 367–372. doi:10.1007/s11426-008-0049-9
  30. Liang G, Ma C, Zhu Y et al. Enhanced Specificity of Multiplex Polymerase Chain Reaction via CdTe Quantum Dots. Nanoscale Res Lett. 2011. 6(1). 51. doi:10.1007/s11671-010-9797-5
  31. Lin Y, Li J, Yao J. et al. Mechanism of gold nanoparticle induced simultaneously increased PCR efficiency and specificity. Chin. Sci. Bull. 2013. 58. 4593–4601. doi:10.1007/s11434-013-6080-z
  32. Lou X, Zhang Y. Mechanism studies on nanoPCR and applications of gold nanoparticles in genetic analysis. ACS Appl Mater Interfaces. 2013. 5(13). 6276-6284. doi:10.1021/am4013209
  33. Ma L, He S, Huang J, Cao L, Yang F, Li L. Maximizing specificity and yield of PCR by the quantum dot itself rather than property of the quantum dot surface. Biochimie. 2009. 91(8). 969-973. doi:10.1016/j.biochi.2009.04.020
  34. Madadelahi M, Ghazimirsaeed E, Shamloo A. Design and fabrication of a two-phase diamond nanoparticle aided fast PCR device. Anal Chim Acta. 2019. 1068. 28-40. doi:10.1016/j.aca.2019.02.050
  35. Mandal S, Hossain M, Muruganandan T et al. Gold nanoparticles alter Taq DNA polymerase activity during polymerase chain reaction. RSC Adv. 2013. 3. 20793-20799. doi:10.1039/C3RA41882K
  36. Meng X, Li B, Chen et al. Inhibition of a thermophilic deoxyribonucleic acid polymerase by fullerene derivatives. Journal of Enzyme Inhibition and Medicinal Chemistry. 2007. 22(3). 293–296. doi:10.1080/14756360601114270
  37. Mi L, Zhu H, Zhang X et al. Mechanism of the interaction between Au nanoparticles and polymerase in nanoparticle PCR. Chinese Sci Bull. 2007. 52. 2345–2349. doi:10.1007/s11434-007-0327-5
  38. Narang J, Malhotra N, Narang S et al. Replacement of magnesium chloride with magnesium nanoparticles in polymerase chain reaction. Protocols Exchange. 2016. DOI:10.1038/protex.2016.021
  39. Nedumpully Govindan P, Monticelli L et al. Mechanism of Taq DNA polymerase inhibition by fullerene derivatives: insight from computer simulations. J Phys Chem B. 2012. 116(35). 10676-10683. doi:10.1021/jp3046577
  40. Nie L, Gao L, Yan X et al. Functionalized tetrapod-like ZnO nanostructures for plasmid DNA purification, polymerase chain reaction and delivery. Nanotechnology. 2006. 18(1). 015101. doi:10.1088/0957-4484/18/1/015101
  41. Pan J, Li H, Cao X et al. Nanogold-assisted multi-round polymerase chain reaction (PCR). J Nanosci Nanotechnol. 2007. 7(12). 4428-4433. doi:10.1166/jnn.2007.887
  42. Petralia S, Barbuzzi T, Ventimiglia G. Polymerase chain reaction efficiency improved by water soluble β-cyclodextrins capped platinum nanoparticles. Materials Science and Engineering: C. 2012. 32(4). 848-850. doi:10.1016/j.msec.2012.01.036
  43. Rasheed AK, Siddiqui R, Ahmed SMK et al. hBN Nanoparticle-Assisted Rapid Thermal Cycling for the Detection of Acanthamoeba. Pathogens. 2020. 9(10). 824. doi:10.3390/pathogens9100824
  44. Sang F, Yang Y, Lin Y et al. A hot start alternative for high-fidelity DNA polymerase amplification mediated by quantum dots. Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai). 2014. 46(6). 502-511. doi:10.1093/abbs/gmu026
  45. Sang F, Yang Y, Yuan L et al. Development of a high-throughput real time PCR based on a hot-start alternative for Pfu mediated by quantum dots. Nanoscale. 2015. 7(38). 15852-15862. doi:10.1039/c5nr03596a
  46. Sang F, Zhang Z, Xu Z. et al. CdTe Quantum Dots Enhance Feasibility of EvaGreen-Based Real-Time PCR with Decent Amplification Fidelity. Mol Biotechnol. 2013. 54. 969–976. doi:10.1007/s12033-013-9650-z
  47. Shamsian S, Siddique AB, Kordzadeh-Kermani V et al. Nanomaterials in PCR: exploring light-to-heat conversion mechanisms and microfluidic integration. Microsyst Nanoeng. 2025. 11(1). 127. doi:10.1038/s41378-025-00898-3
  48. Shen C, Yang W, Ji Q et al. NanoPCR observation: different levels of DNA replication fidelity in nanoparticle-enhanced polymerase chain reactions. Nanotechnology. 2009. 20(45). 455103. doi:10.1088/0957-4484/20/45/455103
  49. Sun C, Cheng Y, Pan Y et al. Efficient polymerase chain reaction assisted by metal-organic frameworks. Chem Sci. 2019. 11(3). 797-802. doi:10.1039/c9sc03202a
  50. Tong W, Cao X, Wen S et al. Enhancing the specificity and efficiency of polymerase chain reaction using polyethyleneimine-based derivatives and hybrid nanocomposites. Int J Nanomedicine. 2012. 7. 1069-1078. doi:10.2147/IJN.S28947
  51. Upadhyay A, Yang H, Zaman B et al. ZnO Nanolower-Based NanoPCR as an Efficient Diagnostic Tool for Quick Diagnosis of Canine Vector-Borne Pathogens. Pathogens. 2020. 9(2). 122. doi:10.3390/pathogens9020122
  52. Vajpayee K, Paida V, Shukla RK. Nanoparticle-assisted PCR: fundamentals, mechanisms, and forensic implications. Int J Legal Med. 2025. 139(3). 945-964. doi:10.1007/s00414-024-03402-0
  53. Vanzha E, Pylaev T, Khanadeev V et al. Gold nanoparticle-assisted polymerase chain reaction: effects of surface ligands, nanoparticle shape and material. RSC Adv. 2016. 6. 110146-110154. doi:10.1039/C6RA20472D
  54. Vu BV, Litvinov D, Willson RC. Gold nanoparticle effects in polymerase chain reaction: favoring of smaller products by polymerase adsorption. Anal Chem. 2008. 80(14). 5462-5467. doi:10.1021/ac8000258
  55. Wan W, Yeow JT. The effects of gold nanoparticles with different sizes on polymerase chain reaction efficiency. Nanotechnology. 2009. 20(32). 325702. doi:10.1088/0957-4484/20/32/325702
  56. Wan W, Yeow JTW, Van Dyke MI. Effect of silver and titanium dioxide nanoparticles on PCR efficiency. 9th IEEE Conference on Nanotechnology (IEEE-NANO), Genoa, Italy. 2009. 458-461.
  57. Wang L, Zhu Y, Jiang Y et al. Effects of quantum dots in polymerase chain reaction. J Phys Chem B. 2009. 113(21). 7637-7641. doi:10.1021/jp902404y
  58. Wang Y, Wang F, Wang H et al. Graphene oxide enhances the specificity of the polymerase chain reaction by modifying primer-template matching. Sci Rep. 2017. 7(1). 16510. doi:10.1038/s41598-017-16836-x
  59. Williams RM, Nayeem S, Dolash BD et al. The effect of DNA-dispersed single-walled carbon nanotubes on the polymerase chain reaction. PLoS One. 2014. 9(4). e94117. doi:10.1371/journal.pone.0094117
  60. Xu S, Yao M. NanoPCR detection of bacterial aerosols. Journal of Aerosol Science. 2013. 65. 1-9. doi:10.1016/j.jaerosci.2013.06.005
  61. Xun Z, Zhao X, Guan Y. Improved thermal cycling durability and PCR compatibility of polymer coated quantum dot. Nanotechnology. 2013. 24(35). 355504. doi:10.1088/0957-4484/24/35/355504
  62. Xue Z, You M, Peng P et al. Taqman-MGB nanoPCR for Highly Specific Detection of Single-Base Mutations. Int J Nanomedicine. 2021. 16. 3695-3705. doi:10.2147/IJN.S310254
  63. Yang W, Li X, Sun J et al. Enhanced PCR amplification of GC-rich DNA templates by gold nanoparticles. ACS Appl Mater Interfaces. 2013. 5(22). 11520-11524. doi:10.1021/am4040448
  64. Yang W, Mi L, Cao X et al Evaluation of gold nanoparticles as the additive in real-time polymerase chain reaction with SYBR Green I dye. Nanotechnology. 2008. 19(25). 255101. doi:10.1088/0957-4484/19/25/255101
  65. Yang X, Meng X, Li B et al. Inhibition of in vitro amplification of targeted DNA fragment and activity of exonuclease I by a fullerene-oligonucleotide conjugate. Biologicals. 2008. 36(4). 223-226. doi:10.1016/j.biologicals.2007.11.006
  66. Yi C, Fong C-C, Chen W et al. Interactions between carbon nanotubes and DNA polymerase and restriction endonucleases. Nanotechnology. 2007. 18(2). 025102. doi:10.1088/0957-4484/18/2/025102
  67. Yuan L, He Y. Effect of surface charge of PDDA-protected gold nanoparticles on the specificity and efficiency of DNA polymerase chain reaction. Analyst. 2013. 138(2). 539-545. doi:10.1039/c2an36145k
  68. Yuce M, Budak H. Dispersion quality of amine functionalized multiwall carbon nanotubes plays critical roles in polymerase chain reaction enhancement. J Nanopart Res 2014. 16. 2768. doi:10.1007/s11051-014-2768-5
  69. Yüce M, Uysal E, Budak H. Amplification yield enhancement of short DNA templates using bulk and surface-attached amine-functionalized single-wall carbon nanotubes. Applied Surface Science. 2015. 349. 147-155. doi:10.1016/j.apsusc.2015.04.216
  70. Zeng R, Du Z, Ma H et al. The 60 nm gold nanoparticles improve qPCR amplification efficiency through specific palindromic sequences (GGATCC or ACCGGT) in primers. Biochim Biophys Acta Gen Subj. 2024. 1868(4). 130560. doi:10.1016/j.bbagen.2024.130560
  71. Zhang D, Li Y, Zhang X et al. Enhancement of the polymerase chain reaction by tungsten disulfide. RSC Adv. 2019. 9(17). 9373-9378. doi:10.1039/c8ra09689a
  72. Zhang Z, Shen C, Wang M et al. Aqueous suspension of carbon nanotubes enhances the specificity of long PCR. BioTechniques. 2008. 44(4). 537-545. doi:10.2144/000112692
  73. Zhong Y, Huang L, Zhang Z et al. Enhancing the specificity of polymerase chain reaction by graphene oxide through surface modification: zwitterionic polymer is superior to other polymers with different charges. Int J Nanomedicine. 2016. 11. 5989-6002. doi:10.2147/IJN.S120659
  74. Zhu M, Luo C, Zhang F et al., Interactions of the primers and Mg2+ with graphene quantum dots enhance PCR performance. RSC Adv. 2015. 5. 74515-74522. doi:10.1039/C5RA12729G
Заказ
Оформите заказ, наш сотрудник свяжется с вами для уточнения деталей.
Ваша заявка успешно отправлена!
Необходимо принять условия соглашения
Вы заполнили не все обязательные поля
Произошла ошибка, попробуйте ещё раз
* - обязательные поля

Обратный звонок
Представьтесь, мы вам перезвоним.
Ваша заявка успешно отправлена!
Необходимо принять условия соглашения
Вы заполнили не все обязательные поля
Произошла ошибка, попробуйте ещё раз
* - обязательные поля