Энхансеры ПЦР. III. Амплификация протяженных матриц

22.10.2025
Авторы:
Зубов В.В. , Сахабутдинова А.Р. , Чемерис Д.А. , Гарафутдинов Р.Р.
Название:
Энхансеры ПЦР. III. Амплификация протяженных матриц
Страницы:
170-181
DOI:
10.31301/2221-6197.bmcs.2025-13

Аннотация Библиография
Периодически у экспериментаторов возникает необходимость наработки с помощью ПЦР довольно протяженных ампликонов, что не всегда удается осуществить в стандартных условиях. В таких случаях проводится так называемая "дальнобойная" ПЦР, особенностями которой являются увеличенное время этапа элонгации из расчета не менее 1 мин для 1 т.п.н. матрицы, смесь высокопроцессивной ДНК-полимеразы и ДНК-полимеразы с редактирующей активностью, позволяющей удалять неверно вставленные нуклеотиды, способные прервать дальнейшую полимеризацию, а также использование дополнительных компонентов в реакционной смеси, являющихся энхансерами ПЦР. В качестве таких энхансеров при амплификации протяженных матриц выступают различные вещества химической или биологической природы. Несмотря на то, что приоритеты для проведения "дальнобойной" ПЦР с течением времени несколько изменились в виду в первую очередь бурного развития высокопроизводительного секвенирования ДНК последних поколений и появления благодаря им возможности длинных и ультрадлинных прочтений, тем не менее, востребованность в амплификации протяженных фрагментов ДНК остается и даже расширяется спектр их применения, в том числе не только для биологических задач.
  1. Гарафутдинов Р.Р., Чемерис Д.А., Сахабутдинова А.Р. Энхансеры ПЦР. II. Химические и биологические вещества. Biomics. 2025. 17(2). 157-169. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2025-12
  2. Гарафутдинов Р.Р., Сахабутдинова А.Р., Чемерис Д.А. и др. Энхансеры ПЦР. IV. Амплификация GC-богатых матриц. Biomics. 2025а. 17(2). 182-192. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2025-14
  3. Зубов В.В., Сахабутдинова А.Р., Чемерис Д.А. и др. Варианты ПЦР с более чем двумя праймерами. II. Принцип и особенности мультиплексной ПЦР. Biomics. 2024. 16(2). 234-243. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2024-14
  4. Зубов В.В. Чемерис Д.А. Простое фракционирование молекул ДНК по размеру путем их осаждения. Biomics. 2025. 17(2). 139-156. doi:10.31301/2221-6197.bmcs.2025-11
  5. Игнатов К.Б., Крамаров В.М. ДНК-лигазы термофильных бактерий повышают эффективность ПЦР-амплификации длинных последовательностей ДНК. Биохимия. 2009. 74(5). 685-690.
  6. Чемерис А.В., Аминев Ф.Г., Гарафутдинов Р.Р. и др. ДНК-криминалистика. М.: Наука. 2022. 466 С.
  7. Чемерис Д.А., Магданов Э.Г., Машков О.И. и др. ПЦР с отложенным (горячим или задержанным) стартом. Biomics. 2011. 2(1). 1-8.
  8. Alayed B, Siddiqui S, Anand S et al. Long-Range PCR and Nanopore Sequencing Enables High-Throughput Detection of TCF4 Trinucleotide Repeat Expansions in Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy. Mol Diagn Ther. 2025. doi:10.1007/s40291-025-00803-8
  9. Barnes WM. PCR amplification of up to 35-kb DNA with high fidelity and high yield from lambda bacteriophage templates. Proc Natl Acad Sci USA. 1994. 91(6). 2216-2220. doi:10.1073/pnas.91.6.2216
  10. Cheng S, Chang SY, Gravitt P et al. Long PCR. Nature. 1994. 369(6482). 684-685. doi:10.1038/369684a0
  11. Cheng S, Chen Y, Monforte JA et al. Template integrity is essential for PCR amplification of 20- to 30-kb sequences from genomic DNA. PCR Methods Appl. 1995. 4(5). 294-298. doi:10.1101/gr.4.5.294
  12. Cheng S, Fockler C, Barnes WM et al. Effective amplification of long targets from cloned inserts and human genomic DNA. Proc Natl Acad Sci USA. 1994a. 91(12). 5695-5699. doi:10.1073/pnas.91.12.5695
  13. Cheng S, Higuchi R, Stoneking M. Complete mitochondrial genome amplification. Nat Genet. 1994b. 7(3). 350-351. doi:10.1038/ng0794-350
  14. Cheng S, Kolmodin LA. XL PCR amplification of long targets from genomic DNA. Methods Mol Biol. 1997. 67. 17-29. doi:10.1385/0-89603-483-6:17
  15. Chua EW, Maggo S, Kennedy MA. Long Fragment Polymerase Chain Reaction. Methods Mol Biol. 2017. 1620. 65-74. doi:10.1007/978-1-4939-7060-5_3
  16. Chua EW, Miller AL, Kennedy MA. Choice of PCR microtube can impact on the success of long-range PCRs. Anal Biochem. 2015. 477. 115-117. doi:10.1016/j.ab.2015.02.023
  17. Davies PA, Gray G. Long-range PCR. Methods Mol Biol. 2002. 187. 51-55. doi:10.1385/1-59259-273-2:051
  18. Deiner K, Renshaw MA, Li Y et al. Long-range PCR allows sequencing of mitochondrial genomes from environmental DNA. Methods in Ecology and Evolution. 2017. 8(15). 1888-1898. doi:10.1111/2041-210X.12836
  19. Flandrois JP, Brochier-Armanet C, Briolay J et al. Taxonomic assignment of uncultured prokaryotes with long range PCR targeting the spectinomycin operon. Res Microbiol. 2019. 170(6-7). 280-287. doi:10.1016/j.resmic.2019.06.005
  20. Foord OS, Rose EA. Long-distance PCR. PCR Methods Appl. 1994. 3(6). S149-S161. doi:10.1101/gr.3.6.s149
  21. Fromenty B, Demeilliers C, Mansouri A et al. Escherichia coli exonuclease III enhances long PCR amplification of damaged DNA templates. Nucleic Acids Res. 2000. 28(11). E50. doi:10.1093/nar/28.11.e50
  22. Green MR, Sambrook J. Long and Accurate Polymerase Chain Reaction (LA PCR). Cold Spring Harb Protoc. 2019. 2019(3). doi:10.1101/pdb.prot095158
  23. Grujic D, Strezoska Z, Crkvenjakov R. High throughput PCR procedure for up to 6-kb lengths of DNA. Biotechniques. 1994. 17(2). 291-292, 294.
  24. Her C, Weinshilboum RM. Rapid restriction mapping by use of long PCR. Biotechniques. 1995. 19(4). 530-532.
  25. Her C, Weinshilboum R. Long PCR: selective suppression by restriction endonuclease digestion. Biotechniques. 1996. 21(5). 764-766. doi:10.2144/96215bm01
  26. Her C, Weinshilboum RM. Endonuclease-mediated long PCR and its application to restriction mapping. Curr Issues Mol Biol. 1999. 1(1-2). 77-87.
  27. Hogrefe HH, Borns MC. Long-range PCR with a DNA polymerase fusion. Methods Mol Biol. 2011. 687. 17-23. doi:10.1007/978-1-60761-944-4_2
  28. Hogrefe HH, Hansen CJ, Scott BR et al. Archaeal dUTPase enhances PCR amplifications with archaeal DNA polymerases by preventing dUTP incorporation. Proc Natl Acad Sci USA. 2002. 99(2). 596-601. doi:10.1073/pnas.012372799
  29. Jeffreys AJ, Wilson V, Neumann R et al. Amplification of human minisatellites by the polymerase chain reaction: towards DNA fingerprinting of single cells. Nucleic Acids Res. 1988. 16(23). 10953-10971. doi:10.1093/nar/16.23.10953
  30. Kainz P, Schmiedlechner A, Strack HB. In vitro amplification of DNA fragments greater than 10 kb. Anal Biochem. 1992. 202(1). 46-49. doi:10.1016/0003-2697(92)90203-j
  31. Kandel S, Hartzell SL, Ingold AK et al. Genomic surveillance of SARS-CoV-2 using long-range PCR primers. Front Microbiol. 2024. 15. 1272972. doi:10.3389/fmicb.2024.1272972
  32. Karunanathie H, Kee PS, Ng SF et al. PCR enhancers: Types, mechanisms, and applications in long-range PCR. Biochimie. 2022. 197. 130-143. doi:10.1016/j.biochi.2022.02.009
  33. Kee PS, Karunanathie H, Maggo SDS et al. Long-Range Polymerase Chain Reaction. Methods Mol Biol. 2023. 2967. 181-192. doi:10.1007/978-1-0716-3358-8_15
  34. Krishnan BR, Kersulyte D, Brikun I et al. Direct and crossover PCR amplification to facilitate Tn5supF-based sequencing of lambda phage clones. Nucleic Acids Res. 1991. 19(22). 6177-6182. doi:10.1093/nar/19.22.6177
  35. Lee H, Kim KN, Kee Chae Y. Reevaluating the capability of Taq DNA polymerase: long PCR amplification. Protein Pept Lett. 2007. 14(4). 321-323. doi:10.2174/092986607780363934
  36. Maga EA, Richardson T. Amplification of a 9.0-kb fragment using PCR. Biotechniques. 1991. 11(2). 185-186.
  37. Mareso C, Albion E, Cozza W et al. Optimization of long-range PCR protocol to prepare filaggrin exon 3 libraries for PacBio long-read sequencing. Mol Biol Rep. 2023. 50(4). 3119-3127. doi:10.1007/s11033-022-08170-x
  38. Margulies M, Egholm M, Altman WE et al. Genome sequencing in microfabricated high-density picolitre reactors. Nature. 2005. 437(7057). 376-380. doi:10.1038/nature03959
  39. McClinton B, Watson CM, Crinnion LA et al. Haplotyping Using Long-Range PCR and Nanopore Sequencing to Phase Variants: Lessons Learned From the ABCA4 Locus. Lab Invest. 2023. 103(8). 100160. doi:10.1016/j.labinv.2023.100160
  40. Michalatos-Beloin S, Tishkoff SA, Bentley KL et al. Molecular haplotyping of genetic markers 10 kb apart by allele-specific long-range PCR. Nucleic Acids Res. 1996. 24(23). 4841-4843. doi:10.1093/nar/24.23.4841
  41. Nagai M, Yoshida A, Sato N. Additive effects of bovine serum albumin, dithiothreitol, and glycerol on PCR. Biochem. Mol. Biol. Int. 1998. 44(1). 157-163. doi:10.1080/15216549800201172
  42. Nagano M, Nakamura T, Ozawa S et al. Allele-specific long-range PCR/sequencing method for allelic assignment of multiple single nucleotide polymorphisms. J Biochem Biophys Methods. 2003. 55(1). 1-9. doi:10.1016/s0165-022x(02)00114-8
  43. Ohler LD, Rose EA. Optimization of long-distance PCR using a transposon-based model system. PCR Methods Appl. 1992. 2(1). 51-59. doi:10.1101/gr.2.1.51
  44. Oscorbin IP, Boyarskikh UA, Zakabunin AI et al. DNA-Binding Domain of DNA Ligase from the Thermophilic Archaeon Pyrococcus abyssi: Improving Long-Range PCR and Neutralization of Heparin's Inhibitory Effect. Appl Biochem Biotechnol. 2015. 176(7). 1859-1869. doi:10.1007/s12010-015-1683-2
  45. Ponce MR, Micol JL. PCR amplification of long DNA fragments. Nucleic Acids Res. 1992. 20(3). 623. doi:10.1093/nar/20.3.623
  46. Quan ZJ, Li SA, Yang ZX et al. GREPore-seq: A Robust Workflow to Detect Changes After Gene Editing Through Long-range PCR and Nanopore Sequencing. Genomics Proteomics Bioinformatics. 2023. 21(6). 1221-1236. doi:10.1016/j.gpb.2022.06.002
  47. Ribble W, Kane SD, Bullard JM. Long-Range PCR Amplification of DNA by DNA Polymerase III Holoenzyme from Thermus thermophilus. Enzyme Res. 2015. 2015. 837842. doi:10.1155/2015/837842
  48. Rodríguez RA, Bounty S, Linden KG. Long-range quantitative PCR for determining inactivation of adenovirus 2 by ultraviolet light. J Appl Microbiol. 2013. 114(6). 1854-1865. doi:10.1111/jam.12169
  49. Rychlik W, Spencer WJ, Rhoads RE. Optimization of the annealing temperature for DNA amplification in vitro. Nucleic Acids Res. 1990. 18(21). 6409-6412. doi:10.1093/nar/18.21.6409
  50. Schwarz K, Hansen-Hagge T, Bartram C. Improved yields of long PCR products using gene 32 protein. Nucleic Acids Res. 1990. 18(4). 1079. doi:10.1093/nar/18.4.1079
  51. Seeman NC. Nucleic acid junctions and lattices. J Theor Biol. 1982. 99(2). 237-247. doi:10.1016/0022-5193(82)90002-9
  52. Skiadas J, Aston C, Samad A et al. Optical PCR: genomic analysis by long-range PCR and optical mapping. Mamm Genome. 1999. 10(10). 1005-1009. doi:10.1007/s003359901148
  53. Śpibida M, Krawczyk B, Zalewska-Piątek B et al. Fusion of DNA-binding domain of Pyrococcus furiosus ligase with TaqStoffel DNA polymerase as a useful tool in PCR with difficult targets. Appl Microbiol Biotechnol. 2018. 102(2). 713-721. doi:10.1007/s00253-017-8560-6
  54. Tsoktouridis G, Merz CA, DelVecchio VG. Adaptor long-range PCR procedure for clone-specific characterization and chromosomal localization. Biotechniques. 2005. 38(6). 885-888. doi:10.2144/05386ST02
  55. Waggott W. Long range PCR. Methods Mol Med. 1998. 16. 81-91. doi:10.1385/0-89603-499-2:81
  56. Wandeler P, Camenisch G. Identifying Y-chromosomal diversity by long-template PCR. Mol Ecol Resour. 2011. 11(5). 835-841. doi:10.1111/j.1755-0998.2011.03013.x
  57. Zhang H, Chao J, Pan D et al. Folding super-sized DNA origami with scaffold strands from long-range PCR. Chem Commun. 2012. 48. 6405-6407. doi:10.1039/c2cc32204h
Заказ
Оформите заказ, наш сотрудник свяжется с вами для уточнения деталей.
Ваша заявка успешно отправлена!
Необходимо принять условия соглашения
Вы заполнили не все обязательные поля
Произошла ошибка, попробуйте ещё раз
* - обязательные поля

Обратный звонок
Представьтесь, мы вам перезвоним.
Ваша заявка успешно отправлена!
Необходимо принять условия соглашения
Вы заполнили не все обязательные поля
Произошла ошибка, попробуйте ещё раз
* - обязательные поля